[Exo-plank#0] JDC#1 Concours CannaWeed 2011-2012

[Invité exo-plank#0]

Attention :

JDC modifié post délibération.

Remise en forme

Correction de l’orthographe (en cours)

Remaniement de certaines sections.

 

 

 

 

 

 

 

 

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

 

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

 

 

L

a discussion c'est ICI

 

 

 

 

Bienvenue à tous

 

Avant de rentrer dans le vif du sujet, une petite présentation accompagnée d'explications s'impose.

 

 

Je suis un grand fan des plantes en général et du cannabis en particulier. J'utilise mes connaissances dans les différents domaines que sont l'horticulture, la biologie, la génétique, la sélection, etc... Que j'applique alors au cannabis pour en tirer le maximum d’efficacité. Pour moi le maitre mot n'est pas la production mais bien l'optimisation et la qualité.

 

Ne fumant que très peu, 2 ou 3 joints par semaine, une seule récolte me dure environ 1 an, c'est pourquoi, je fais du multi variétés pour ne pas m’ennuyer d'une variété à force du temps.

 

Il s'agit pour moi de mon premier JDC, on verra bien ce que cela donne.

 

Le but de ce JDC est de réaliser une culture suivie en vous expliquant brièvement mes techniques, les explications pourront se poursuivre dans la discussion si le sujet intéresse du monde.

 

Le premier point négatif et qui va sans doute limiter la qualité et la quantité, est le fait que mon lieu de culture est très éloigné de mon lieu d'habitation, car ce JDC ce déroule en Belgique. Je n'aurai donc qu'un jour par semaine, soit environ 4h, pour m'occuper de tout.

 

Tout ceci me fait m'orienter vers une technique en one bud mais cela n'est pas encore arrêté

 

 

 

- Enceinte de culture : Silver Twin Box Evolution 1m²

 

Espace croissance 1m² sur 80cm de haut

 

Espace floraison 1m² sur 120cm de haut

 

 

 

 

Petite astuce personnelle sur ce type de box, j'ai réalisé une meilleure isolation lumineuse entre les deux espaces, en effet sur ce type de modèle la lumière passe aisément entre l'espace croissance et floraison. J'ai donc isolé l'espace croissance grâce à de la bâche blanche et noire, coté blanc vers l’intérieur de l'espace croissance et du coté floraison j'ai utilisé du scotch aluminium pour joindre la piscine au cours de la box. Ainsi plus aucune lumière ne passe.

 

Seconde modification, j'ai relié l'extraction de l'espace croissance à l’intraction de l'espace floraison, ainsi avec un seul extracteur, je peux évacuer l'air des deux espaces.

 

 

 

 

 

Ventilation:

 

 

Espace floraison Extracteur global RVK 480m3 /H et un extracteur Vent KK 160m3/H avec sonde thermo hygro qui régule ainsi la température et l'hygro de l'espace

Espace floraison 2 intractions passives, une extraction reliée à l'intraction de l'espace floraison, équipé d'un ventilateur de gaine 160m3/H, et un extracteur Vent KK 160m3/H avec sonde thermo hygro

 

 

 

 

 

Petit schéma explicatif:

 

Paramètres appliqués :

 

Espace croissance : Jour 20°C / 65% hygro ; Nuit 16°c/ 50% Hygro

 

Espace floraison :

 

Stretch Jour 24°C / 70% Hygro ; Nuit 20°C / 50 % Hygro

Floraison Jours 26°C / 50% Hygro; Nuit 20°C / 50% Hygro

Rinçage Jours 30°C/ 30% Hygro ; Nuit 24°C / 30% Hygro

 

Lumière :

 

 

 

Espace croissance 2 néons 18 watts DayLight.

 

Astuce, cette faible puissance me permet une croissance lente des PM, ainsi que les boutures, ce qui évite de s'en occuper tous les jours, grâce à ce système

 

Esapace floraison, Lampe de stretch CMH 250w, Lampe de floraison HPS 250 W, FarRed 75w et 2 néons 18 watts UV A-B.

 

Astuce, de part son spectre, la CMH va permettre de limiter le stretch et de développer un maximum les feuilles. Ce qui met alors la plante dans de parfaites conditions de floraison. On passe ensuite à la HPS, car suite au stress son spectre est le plus adapté, les UV sont là pour plusieurs choses, d'une part stimuler le système de défense de la pante mais également pour stimuler la production de trichomes et stimuler la conversion des cannabinacées.

 

 

 

 

 

 

CMH HPS

 

 

 

Bonjour,

 

Merci à Dawi pour la traduction.

 

 

Écologie chimique du Cannabis

 

David W. Pate

International Hemp Association, Postbus 75007,

1070 AA Amsterdam, Pays-Bas

 

Pate, D.W., 1994. L'écologie chimique du Cannabis. Journal de l'Association internationale du chanvre 2: 29, 32-37.

 

La production de cannabinoïdes et des terpènes(1) associés dans le cannabis est soumise aux influences de l'environnement ainsi qu’aux facteurs héréditaires. Leur biosynthèse se produit dans des glandes spécialisées qui peuplent la surface de toutes les structures aériennes de la plante. Ces composés servent apparemment comme des agents de défense dans différents rôles : anti-dessèchement, antimicrobien, anti-appétance et pigmentation par UV-B. En outre, les UV-B ambiants des tropiques, les plus intenses, en combinaison avec la labilité(2) des cannabidiol face aux UV-B, ont pu influer sur l'évolution d'un itinéraire biogénétique alternatif du cannabigerol au tétrahydrocannabinol dans certaines variétés.

 

 

Trichome glandulaire pétiolé producteur de résine (Briosi et Tognini 1894).

 

 

Introduction

 

Le Cannabis a pu être la première plante cultivée. Les archives historiques indiquent l'utilisation de cette plante pour le papier, le textile, l'alimentation et la médecine à travers l'histoire humaine (Abel, 1980). C'est une plante dioïque annuelle à feuilles palmées particulières, généralement composées d'un nombre impair de folioles. Sa meilleure croissance se produit sur des sols récemment retournés de teneur en azote élevée, il est donc commun comme mauvaise herbe persistante à la lisière des champs cultivés. La hauteur à l'âge adulte varie de 1 à 5 mètres, selon les impératifs environnementaux et héréditaires. Généralement, la plante mâle est un peu plus grande et plus abondamment fleurie. Ses fleurs ont cinq cépales jaunâtres et cinq anthères qui pendent à maturité, dispersant le pollen dans le vent. La plante femelle présente un aspect plus robuste en raison de ses branches plus courtes, la croissance dense de ses feuilles et des bractées associées aux fleurs. Sa fleur ne dispose que d’un mince périanthe adhérent, mais est également protégée par un bractéole en forme de coupe (ie, de bractées périphériques) maintenu par une foliole monophylle. Un akène (3) unique est produit par la fleur et ensuite relâché ou dispersé par les oiseaux. Le cycle de vie du mâle est complet après sa floraison, mais la femelle survit jusqu'à la maturité intégrale des semences.

 

Le cannabis semble être une usine virtuelle pour la production de composés métaboliques secondaires. Une variété d'alcanes a été identifiée (Adams, Jr. et Jones, 1973, De Zeeuw et al. 1973b, Mobarak et al. 1974a et 1974b), ainsi que des composés azotés (ElSohly et Turner 1976, Hanus 1975b), des flavonoïdes (Gellert et al. 1974, Paris et al. 1975b, Paris et Paris 1973) et d'autres composés divers (1976a et 1976b Hanus). Les terpènes apparaissent en abondance (Hanus, 1975a, Hendricks et al. 1975) et contribuent à l'odeur caractéristique de la plante (Hood et al. 1973) et à certaines de ses utilisations brutes, comme le haschisch. Les composés actifs de ces drogues sont apparemment propres à ce genre et sont appelées cannabinoïdes. Les cannabinoïdes ont été d'abord considérés comme des composés phénoliques, mais des études ultérieures ( Fetterman et al. 1971a, Masoud et Doorenbos 1973, les petites et Beckstead 1973, Turner et al. 1973b) ont démontré qu’ils existaient principalement sous la forme d'acides carboxyliques qui se décarboxylent facilement avec le temps (Masoud et Doorenbos 1973, Turner et al. 1973b), par chauffage (De Zeeuw et al. 1972a, Kimura et Okamoto 1970) ou dans des conditions alcalines (Grlic et Andrec 1961, Masoud et Doorenboos 1973). Il y a plus de 60 de ces composés présents dans la plante (Turner et al. 1980).

 

Beaucoup de choses ont été publiées concernant l'influence de l'hérédité sur la production de cannabinoïdes (par exemple, Fetterman et al. 1971b, Small et Beckstead 1973), mais les facteurs écologiques ont longtemps été suspectés d’avoir une influence importante par le stress qu’ils imposent à la plante de cannabis (Bouquet 1950). L’augmentation résultante de la biosynthèse des cannabinoïdes et des terpènes contenant la résine, dans la plupart des cas, semble être un avantage pour l'organisme en l'adaptant à une variété de situations qui menacent sa survie. Cette étude passe en revue ces défis biotiques et abiotiques et spécule sur l'utilité de la résine de cannabis pour la plante.

 

 

Distribution anatomique et biogenèse des cannabinoïdes

 

Les sites majeurs de la production de cannabinoïdes semblent être les glandes épidermiques (Fairbairn 1972, Hammond et Mahlberg 1973, Lanyon et al. 1981, Malingre et al. 1975) qui montrent une variation marquée de la taille, de la forme et de la densité, en fonction de la partie anatomique examinée. S'il n'existe pas de rapports publiés concernant des glandes présentes sur la surface des racines, la plupart des parties aériennes en possèdent, ainsi que les trichomes non-glandulaires (De Pasquale et al. 1974). Ces glandes épidermiques semblent se diviser en deux grandes catégories : pédonculées et sessiles. Les glandes pédonculées (Fig. 1) peuvent être constituées d'une seule cellule ou un petit groupe de cellules disposées en rosette sur un socle unique ou pluricellulaire. L’absence d'étude ontogénétique approfondie a conduit à l'hypothèse qu'une partie de cette variation peut être attribuable à l'observation des différents stades de développement (Ledbetter et Krikorian 1975). Les glandes sessiles ne possèdent pas de tige et ont des cellules sécrétrices se trouvant sur ou sous la surface de l'épiderme (Fairbairn, 1972). Dans les deux cas, les cellules glandulaires sont recouvertes d'une « gaine » sous laquelle les résines sont sécrétées par l'intermédiaire de vésicules (Mahlberg et Kim, 1992). Cette gaine se compose d'une cuticule qui recouvre une couche de polysaccharides (présumés être de la cellulose) provenant de la paroi primaire (Hammond et Mahlberg 1978). Les résines s’accumulent jusqu'à ce que la gaine se renfle loin des cellules sécrétrices, formant une structure sphéroïde. La résine est ensuite libérée par la rupture de la membrane ou à travers les pores de sa surface (De Pasquale 1974). La teneur en cannabinoïdes de chaque partie de la plante varie, parallèlement à la répartition des glandes (Fetterman et al. 1971, Honma et al. 1971a et 1971b, Kimura et Okamoto 1970, Ohlsson et al. 1971, Ono et al. 1972), bien que Turner et al . (1978) ne soient pas d’accord. Les racines ne contiennent que des traces. Tiges, branches et brindilles contiennent de plus grandes quantités, mais pas autant que sur les feuilles. Les feuilles végétatives contiennent des quantités variables en fonction de leurs positions sur la plante : les feuilles inférieures en possèdent moins et les supérieures plus. Les glandes des feuilles sont les plus denses sur la surface inférieure. La plus grande quantité de cannabinoïdes se trouve près de chaque extrémité apicale (Kimura et Okamoto 1970, Steinberg et al. 1975), bien que Ono et al. (1972) semblent différer sur ce point. Cette variation dans le placement des glandes peut être due ou bien à une perte de glandes lors de la maturation de la feuille, ou bien d’une plus grande dotation de glandes sur les feuilles produites lors de la maturation de la plante. Des études complémentaires sur ce point sont nécessaires.

 

Une fois que la différenciation sexuelle a eu lieu, la génération des organes reproducteurs féminins et de leurs bractées associées augmente la teneur totale en cannabinoïdes de la plante. Les bractées sous-tendant les fleurs femelles contiennent une plus grande densité de glandes que les feuilles. Le petit bractéole en forme de coupe (bractée périphérique) renfermant le pistil a la plus haute teneur en cannabinoïdes de toute la plante (Kimura et Okamoto 1970, Honma et al. 1971a et 1971b). En second vient la fleur elle-même (Fetterman et al. 1971b). Comme ce site n'a pas de structures épidermiques glandulaires, les cannabinoïdes présents doivent provenir soit de sites de production encore non découverts, soit par simple adhérence de la résine de la surface intérieure du bractéole proche. Cette conjecture est appuyée par la constatation que les akènes ne contiennent pas de quantités substantielles de cannabinoïdes (Fetterman et al. 1971b, Ono et al. 1972). Les structures de reproduction de la plante mâle ont également une plus grande concentration de cannabinoïdes (Fetterman et al. 1971b, Ohlsson et al. 1971). Les glandes pédonculées ont été observées couvrant le tépale, avec des glandes fortement pédonculées sur le filament étamine (Dayanadan et Kaufman, 1976). En outre, des rangées de très grandes glandes sessiles se trouvent situées dans les rainures de l’anthère elle-même (Dayanadan et Kaufman 1976, Fairbairn, 1972) et fournissent apparemment un pollen d'une teneur en cannabinoïdes considérable (Paris et al. 1975a).

 

Delta-9-tétrahydrocannabinol (THC) est le cannabinoïde responsable des principaux effets psychoactifs de la plupart des préparations cannabiques (Mechoulam 1970). Dans certaines variétés de cannabis, d'autres cannabinoïdes homologues semblent avoir remplacé le groupe pentyle habituel lié à l'anneau aromatique par un propyle (De Zeeuw et al. 1972b & 1973a, Fetterman et Turner 1972, Gill 1971, Gill et al. 1970, Merkus 1971, Vree et al. 1972a, Turner et al. 1973a) ou occasionnellement par un groupe méthyle (Vree et al. 1971 et 1972b). D'autres propositions ont été faites pour une substitution par le butyle (Harvey, 1976) ou l’heptyle (Isbell 1973), mais ces derniers semblent particulièrement peu crédibles. Le THC est supposé être produit par la plante (Fig. 2) a partir du cannabidiol (CBD) qui, à son tour, est dérivé du cannabigerol (CBG) généré par des précurseurs non-cannabinoïdes (Hammond et Mahlberg 1994, Shoyama et al. 1984, Turner et Mahlberg 1988). Le CBG est aussi le précurseur biogénétique du cannabichromene (CBC). Certains des cannabinoïdes (par exemple, cannabielsoin, cannabinol, et cannabicyclol) sont probablement les produits de dégradation des cannabinoïdes produits par voie enzymatique (par exemple, le CBD, le THC et le CBC, respectivement).

 

 

Biosynthèse des acides cannabinoïdes (redessinées d’après Shoyama et al. 1975): 1 = cannabigerol (CBG), 2 = cannabidiol (CBD); 3 = cannabichromene (CBC), 4 = delta-9-tétrahydrocannabinol (THC).

 

Les cannabinoïdes et le stress environnemental

 

Dessèchement

 

Le THC est une huile visqueuse hydrophobe (Garrett et Hunt 1974) qui résiste à la cristallisation (Gaoni et Mechoulam 1971) et est de faible volatilité (Adams et al. 1941). Comme les résines collantes produites et dégagées sur la surface de la plante sont des combinaisons variables de THC, d'autres cannabinoïdes et de terpènes, elles peuvent être considérées comme analogues aux revêtements cireux des cactus et autres plantes succulentes qui servent de barrière à la perte d’eau dans des environnements secs.

 

Bouquet (1950) a mentionné que les zones de culture de Cannabis de la partie occidentale et montagneuse du Liban sont moins favorables pour la production de résine en raison des vents marins humides. De Faubert Maunder (1976) a également observé que la résine nécessaire à la production du haschich n’est produite que «dans une ceinture passant de l'est du Maroc, suivant la région méditerranéenne, l'Arabie et le sous-continent indien et se terminant dans l'Indo-Chine". Ce sont surtout des zones remarquables pour leurs précipitations éparses, une faible humidité et un climat ensoleillé. Est-ce simplement une coïncidence que la résine y soit produite ?

 

Les preuves expérimentales qui renforcent cette corrélation s'accumulent. Sharma (1975) a rapporté une plus grande densité de trichomes glandulaires sur les feuilles de cannabis dans des circonstances de culture xériques. Paris et al. (1975a) ont démontré une nette augmentation de la teneur en cannabinoïdes du pollen de cannabis lorsque l’humidité diminue. Murari et al. (1983) ont mis en place des cultures de cannabis dans trois zones climatiques de l'Italie et a relevé des niveaux de THC plus importants dans les plantes cultivées dans le climat dit "continental" (par opposition à «maritime»), le plus sec. Hakim al. (1986) rapportent que les souches de cannabis anglais riche en CBD et pauvre en THC produisent des quantités importantes de THC et peu de CBD lorsqu'elles sont cultivées au Soudan. Cette tendance a été accentuée chez la génération suivante de plantes.

 

Haney et Kutscheid (1973) ont montré des corrélations significatives entre la teneur en cannabinoïdes de la plante et les facteurs influant sur l'humidité du sol : teneur en argile ou en sable, pente du terrain, concurrence de la végétation environnante. Dans certains cas, ce dernier facteur a induit une plante rabougrie avec des «racines disproportionnellement petites », qui auraient tendance à augmenter à la fois la fréquence et la gravité du stress de dessèchement.

 

Dans une étude concernant 10 emplacements au Kansas, Latta et Eaton (1975) ont constaté de grandes différences dans la teneur en cannabinoïdes de la plante, en observant que « delta-9-THC était compris entre 0,012 à 0,49% et augmentait généralement à des endroits devenus moins favorables à la croissance des plantes, ce qui suggère qu’un stress augmenté de la plante renforce la production de delta-9-THC». Il a également été fait mention d'une corrélation positive entre la végétation concurrente et la teneur en THC. Bien que la zone d'échantillonnage n’ait pas été considérée comme très faible en humidité, ils ont émis l'hypothèse qu’ « une plus grande différence entre les lieux aurait pu être observée dans des conditions de sécheresse ».

 

Température

 

La température peut jouer un rôle dans la teneur en cannabinoïdes, mais peut-être seulement par association avec l'humidité disponible. Boucher et al. (1974) ont signalé une augmentation de la teneur en cannabinoïdes avec la température (32o C. vs 22o C.). Cependant, certaines variables (telles que l’augmentation de la perte d'eau en raison de l'évaporation accélérée et de la transpiration des plantes à des températures élevées) ont été laissées de coté. En revanche, Bazzaz et al. (1975), utilisant 4 écotypes de cannabis de caractères tropicaux et tempérés, ont démontré une diminution de la production de cannabinoïdes avec l’augmentation de la température (32o C. vs 23o C). D'autres études de Braut-Boucher (1980) sur des clones de 2 souches d'Afrique du Sud ont révélé un modèle plus complexe de la biosynthèse selon la souche, le sexe et les homologues chimiques produits. De toute évidence, une étude plus approfondie de ce paramètre est nécessaire.

 

Éléments nutritifs du sol

 

L’équilibre minéral semble influencer la production des cannabinoïdes. Krejci (1970) a constaté des augmentations liées a de « mauvaises conditions du sol» non spécifiées. Haney et Kutcheid (1973) ont montré l'influence des concentrations de K, P, Ca et N sur du Cannabis de l’Illinois. Ils rapportent une corrélation négative entre le K du sol et la teneur de la plante en delta 9-THC, bien que les interactions K-P, N et Ca ont été corrélées positivement avec elle. Ces minéraux affectent également la production de CBD, de delta-8-THC et de cannabinol (CBN), bien que ces deux derniers composés soient maintenant considérés comme étant des produits de dégradation spontanée du delta-9-THC. Balland et al. (1973) ont démontré l'importance d'un niveau optimal de Fe pour la synthèse végétale de THC. Latta et Eaton (1975) ont rapporté l’importance de Mg et Fe pour la production de THC, ce qui suggère que ces minéraux peuvent servir en tant que co-facteurs enzymatiques. Coffman et Gentner (1975) ont également confirmé l'importance du type de sol et de la teneur en minéraux, et ont observé une corrélation négative significative entre la hauteur de la plante à la récolte et la teneur en THC. Fait intéressant, Marshman et al. (1976) rapportent de plus grandes teneurs en THC dans les plantes jamaïcaines poussant dans des sols «organiquement» enrichis (vs engraissés artificiellement).

 

Insectes prédateurs

 

Blesser la plante a été utilisé comme une méthode pour augmenter la production de résine (Emboden 1972). Cette augmentation peut être une réaction au dessèchement au-dessus du point d'interruption vasculaire. Dans des circonstances naturelles, une blessure survient le plus souvent à la suite d'attaques d'insectes. Il s'agit d'une source de stress de l'environnement où la production de terpènes et des cannabinoïdes pourrait diminuer. Le cannabis est soumis à peu de prédateurs (Smith et Haney 1973, Stannard et al. 1970) et a même été utilisé en extrait ou sous forme de poudre comme insecticide (Bouquet 1950) ou répulsif (Khare et al. 1974). Ses mécanismes apparents de défense comprennent une généreuse répartition de larges trichomes non glandulaires, l'émission de substances terpènoides volatiles, et de l'exsudation de collants cannabinoïdes. Le cannabis est souvent remarqué pour ses qualités aromatiques et bon nombre des terpènes produits sont connus pour posséder des propriétés répulsives vis-à-vis des insectes. Parmi ceux-ci, l'alpha et beta pinène, limonène, terpinéol et bornéol. Les pinènes et le limonène représentent plus de 75% des substances volatiles détectées dans l'atmosphère environnante, mais ne représentent que 7% de l'huile essentielle (Hood et al. 1973). Conformément à la densité de trichomes glandulaires et le contenu de cannabinoïdes, la majorité de ces terpènes est produite plus par les inflorescences que par les feuilles, et leur teneur est également plus importante dans la plante femelle (Martin et al. 1961).

 

Aucune étude de toxicité sur les insectes utilisant des cannabinoïdes isolés n’a été publiée à ce jour. Rothschild et al. (1977) ont montré que le cannabis mexicain riche en THC (par opposition au cannabis turc riche en CBD) est fatal à la larve de l’Ecaille Martre (Arctia caja), mais pas à la nymphe de sauterelle du Nigeria (Zonocerus elegans). Rothschild et Fairbairn (1980) plus tard ont révélé que le THC pur (vs CBD) pulvérisé sur les feuilles du chou, repousse le grand papillon blanc du chou (Pieris brassicae).

 

Les cannabinoïdes peuvent également servir de défense purement mécanique. Une minuscule créature traversant la surface de la feuille pourrait entraîner une rupture des réservoirs globulaires de résine des trichomes glandulaires (Ledbetter et Krikorian 1975) et s’engluer dans la résine. Un insecte mâcheur de bonne taille, capable de surmonter ces défenses, aurait encore de la difficulté à mastiquer la résine collante, avec les trichomes cystolithiques et les trichomes silicifiés présents sur la feuille. L'utilité de ces caractéristiques épidermiques comme anti-appétents est également un corollaire de leur présence prépondérante sur la surface de la feuille abaxial favorisée par l'insecte. Bien que les stratégies ci-dessus constituent un système en apparence complexe, beaucoup d'autres plantes (Levin 1973) et même des arthropodes (Eisner 1970) utilise les mécanismes de défense similaire, en employant souvent des terpènes identiques!

 

Concurrence

 

Les terpènes peuvent également contribuer à supprimer la croissance de la végétation environnante (Muller et Hauge 1967, Muller et al. 1964). Haney et Bazzaz (1970) ont spéculé qu'un tel mécanisme peut être effectif chez le Cannabis. Ils ont en outre montré que, comme la production de terpènes n'est pas pleinement développée chez les très jeunes plants, cela peut expliquer leur incapacité à rivaliser avec succès avec d'autres végétaux jusqu'à être plus mature. L'observation (Latta et Eaton, 1975) d'une production accrue de THC par les plantes en concurrence avec la végétation environnante, « à une période de la saison de croissance ou l'humidité n'était pas limitante», peut indiquer une stimulation de la production de cannabinoïdes différente de la simple pénurie d'eau.

 

 

 

Les bactéries et les champignons

 

Les cannabinoïdes peuvent servir de protecteurs contre les microorganismes. Des préparations de cannabis ont longtemps servi de médicaments (en dehors de leurs propriétés psychoactives) et sont efficaces contre une grande variété de maladies infectieuses (Kabelic et al. 1960, Mikuriya 1969). Ces propriétés antibiotiques ont été démontrées à la fois avec des extraits de cannabis (Ferenczy et al. 1958, Kabelic et al. 1960, Radosevic et al. 1962) et différents cannabinoïdes isolés (ElSohly et al. 1982, Farkas et Andrassy 1976, Gal et Vajda 1970, Van Klingeren et Ten Ham 1976). Le CBG a été comparé (Mechoulam et Gaoni 1965) pour sa « structure et ses propriétés antibactériennes au grifolin, un antibiotique du basidiomycète Grifolia Conflens ». Ferency (1956) a démontré les propriétés antibiotiques des semences de cannabis, un facteur qui peut aider à sa survie lors de l'hivernage. La résine adhérente à la surface de la graine, ainsi qu’un paillis de feuilles de cannabis fanées autour, peuvent servir à cet égard.

 

Quelques-uns des nombreux agents pathogènes fongiques qui affectent notamment le cannabis comprennent Alternaria Alterata (Haney et Kutsheid 1975), Ascochyta prasadii (Shukla et Pathak 1967), Botryosphaeria marconii (Charles et Jenkins 1914), Cercospora cannabina et le C. cannabis (Lentz et al. 1974) , Fusarium oxysporum (McCain et Noviello 1985), Phoma sp. (Srivastava et Naithani 1979) et Phomopsis ganjae (McPartland 1984).

 

A. alterata attaque le cannabis de l’Illinois et détruit 2.8-45.5% des semences (Haney et Kutsheid 1975), le résultat chez ces espèces sont des taches foliaires. McPartland (1984) a démontré les effets inhibiteurs de THC et CBD sur Phomopsis ganjae. Toutefois, De Meijer et al. (1992), en évaluant une grande collection de génotypes de cannabis, n'a pas trouvé une corrélation entre la teneur en cannabinoïdes et l'apparition de Botrytis. L’évolution chez les champignons d'un mécanisme pour surmonter les défenses de la plante cannabinoïde peut être responsable de leurs succès comme agents pathogènes. En effet, certains sont capables de métaboliser le THC et d’autres cannabinoïdes (Binder 1976, Binder et Popp 1980, Robertson et al. 1975).

 

Le rayonnement ultraviolet

 

Un autre stress auquel les plantes sont soumises provient de leur exposition quotidienne au soleil. Bien que nécessaire pour maintenir la photosynthèse, la lumière naturelle contient des rayonnements ultraviolets biologiquement destructeurs. Cette pression sélective a apparemment affecté l'évolution de certaines défenses, parmi eux, un criblage chimique fonctionnellement analogue à la pigmentation de la peau humaine. Une enquête préliminaire (Pate 1983) a indiqué que, dans les zones de forte exposition rayonnement ultraviolet, les propriétés d'absorption des rayons UV-B (280-315 nm) par le THC peut avoir conféré un avantage évolutif pour le Cannabis, capable d'une plus grande production de ce composé à partir des précurseurs biogénétique CBD. La mesure dans laquelle cette production est influencée par un stress induit d’UV-B environnemental a été déterminée expérimentalement par Lydon et al. (1987). Leurs expériences montrent que dans des conditions d'exposition forte aux UV-B, le cannabis produit des quantités significativement plus élevées de THC. Ils ont également démontré l'instabilité chimique du CBD lors de l'exposition aux UV-B (Lydon et Teramura 1987), contrairement à la stabilité du THC et du CBC. Toutefois, les études de Brenneisen (1984) n’ont montré qu'une différence mineure en absorption UV-B entre le THC et le CBD, tandis que les propriétés d'absorption du CBC se révélèrent beaucoup plus grande. Peut-être la relation entre les cannabinoïdes et UV-B n'est pas aussi simple que supposée de prime abord. Deux autres explications doivent désormais être prises en considération. Même si le CBD absorbe autant que le THC, dans des domaines de rayonnement UV-B ambiant élevé, le CBD peut être plus rapidement dégradé. Cela pourrait entraîner une baisse de la disponibilité du CBD présent ou faire de ce composé le moins énergiquement efficace a produire pour la plante. De plus, la plus grande capacité d'absorption UV-B du CBC par rapport au THC et la stabilité relative du CBC par rapport au CBD pourrait désigner cette substance comme un écran de protection. La présence de grandes quantités de THC devrait alors être expliquée comme un simple stock accumulé à la fin des réactions enzymatiques de formation de cannabinoïdes. Toutefois, des travaux supplémentaires sont nécessaires pour résoudre le fait que les expériences de Lydon (1985) ne montrent pas une augmentation de la production de CBC proportionnelle à l'augmentation à l’exposition aux UV-B.

 

Cette hypothèse de pigmentation au CBC impliquerait l'élaboration d'une alternative à la voie biochimique acceptée du CBG au THC par l'intermédiaire du CBD. Jusqu'en 1973 (Turner et Hadley, 1973), la séparation du CBD et du CBC par chromatographie en phase gazeuse a été difficile à accomplir, et les nombreux pics identifiés comme du CBD dans la littérature précédente aurait pu être du CBC. En effet, il a été noté (de Faubert Maunder 1970) et corroboré par GC / MS (Turner et Hadley, 1973) que certaines souches tropicales de cannabis ne contiennent pas de CBD du tout, mais ont du THC en abondance. Ce phénomène n'a pas été observé pour les variétés de Cannabis tempérées du nord. L’absence de CBD a conduit certains auteurs (de Faubert Maunder 1970, Turner et Hadley 1973) à spéculer qu'une autre voie biogénétique menant au THC est impliquée. Des faits épars à travers la littérature indiquent effectivement une alternative possible. Holley et al. (1975) ont montré que les plantes cultivées du Mississippi ont une teneur considérable de CBC, souvent plus que de CBD. Dans certains exemples, ou le CBD ou le CBC était absent, mais en aucun cas il n’y avait de plantes dépourvues des deux. L’analyse de cultures au Mexique et au Costa Rica a servi à accentuer cette tendance. Un seul exemple cultivé dans ces pays respectifs a révélé l’absence de CBD bien que des quantités appréciables de CBC aient été trouvées. L'inverse semble également vrai. Des semences du Mexique dépourvues de CBD ont été plantées dans le Mississippi et ont produit des plantes contenant du CBD.

 

Le CBC pourrait-il être impliqué dans des réactions biogénétiques alternatives menant au THC? Yagen et Mechoulam (1969) ont synthétisé du THC (quoique avec un faible rendement) directement à partir du CBC. La méthode utilisée est similaire à la cyclisation de CBD en THC par catalyse acide (Gaoni et Mechoulam 1966). Les sous-produits de réaction comprennent : cannabicyclol, delta-8-THC et Delta-4 ,8-iso-THC, produits qui ont été trouvés dans des analyses de cannabis (par exemple, Novotny et al. 1976). Enfin, les études de suivi des radio-isotopes (Shoyama et al. 1975) ont découvert le fait intrigant que le CBG radiomarqué alimentant une souche de cannabis très faible productrice de THC se retrouve dans le CBD, mais alimentant une souche de cannabis forte productrice de THC elle n’apparait seulement que comme CBC et THC. Du CBD marqué alimentant une plante mexicaine fortement productrice de THC est apparu en tant que THC. Malheureusement, les plantes n’ont pas été nourries de CBC radiomarqué, selon la conviction que le CBC n’intervient dans les réactions chimiques que jusqu’au CBD et pas ensuite. Leurs recherches ont indiqué que l’incorporation du CBG marqué dans le CBD ou le CBC dépendait de l’age. Vogelman et al. (1988) signalent également que le stade de développement des jeunes plants, ainsi que leur exposition à la lumière, affecte l'apparition du CBG, du CBC ou du THC dans le cannabis mexicain. Aucune trace de CBD n’a été signalée.

 

Conclusions

 

Bien que la chimie du cannabis a été soumise à des études intensives, d'autres travaux sont nécessaires pour montrer la relation de sa résine aux facteurs biotiques et abiotiques de l'environnement. Les trichomes glandulaires sont les sites de production de l'essentiel des composés secondaires présents. Il est probable que les cannabinoïdes et les terpènes associés servent d'agents de défense dans différents rôles : anti-dessèchement, antimicrobien, anti-appétences et pigmentation par UV-B. La sélection par les attaques UV-B semble être responsable de la distribution de variétés de cannabis riches en THC dans les zones de rayonnement ambiant élevé, et peut avoir influé sur l'évolution d'une voie biogénétique alternative du CBG au THC dans certaines de ces souches. Bien que les stress environnementaux semblent être un encouragement direct à une production chimique renforcée pour les plantes individuelles, il faut remarquer que de telles contraintes peuvent également biaiser les données en hâtant le développement de structures florales très glandulaires. Les études à venir nécessiteront un échantillonnage soigneux et représentatif pour assurer des résultats significatifs.

 

Quelques définitions :

 

Terpène : Les terpènes sont une classe d'hydrocarbures, produits par de nombreuses plantes, en particulier les conifères. Ce sont des composants majeurs de la résine et de l'essence de térébenthine produite à partir de résine.

 

Labilité : En chimie et en biochimie, la labilité est la capacité d'un nucléofuge (ou groupe partant) à pouvoir se détacher plus ou moins facilement d'une molécule. Plus un groupe se détache facilement, plus il est dit labile. Dans le cas particulier ou le groupe partant est l'ion H+ (appelé « proton » puisqu'un atome d'hydrogène qui perd son unique électron n'est plus que réduit à son noyau, c'est à dire un proton), la labilité de ce proton donnera le caractère protique ou aprotique à la molécule qui le libère ou non.

 

 

Akène : En botanique, un akène (parfois écrit achaine ou achène) est un fruit sec, indéhiscent, à graine unique dont le péricarpe, plus ou moins sclérifié, n'est pas soudé à la graine (à la différence du caryopse).

Le terme est formé sur la racine grecque kainein, ouvrir, avec le préfixe privatif a, en référence au caractère indéhiscent de ce fruit.

L'akène résulte de la transformation d'un carpelle unique ou multiple (polyakènes).

Xérique : Milieu caractérisé par une aridité persistante.

 

References

 

* Abel E., 1980. Marihuana: The first 12,000 years. Plenum Press, New York.

* Adams R. and C.K. Caine, W.D. McPhee and T.N. Wearn, 1941. Structure of cannabidiol. XII. Isomerization to tetrahydro-cannabinols. Journal of the American Chemical Society 63: 2209-2213.

* Adams Jr., T.C. and L.A. Jones, 1973. Long chain hydrocarbons of Cannabis and its smoke. Agr. Food Chemistry 21: 1129-1131.

* Bazzaz F.A., D. Dusek, D.S. Seigler and A.W. Haney, 1975. Photosynthesis and cannabinoid content of temperate and tropical populations of Cannabis sativa. Biochemical Systematics and Ecology 3: 15-18.

* Binder M., 1976. Microbial transformation of (-)-delta-3,4-trans-tetrahydrocannabinol by Cunninghamella blakesleena Lender. Helvetica Chimica Acta 63: 1674-1684.

* Binder M. and A. Popp, 1980. Microbial transformation on cannabinoids. Part 3: major metabolites of (3R, 4R)-delta-1-tetrahydrocannabinol. Helvetica Chimica Acta 2515-2518.

* Boucher F., L. Cosson, J. Unger and M.R. Paris, 1974. Le Cannabis sativa L.; races chemiques ou varietes. Pl. Med. Phytotherap. 8: 20-31.

* Bouquet J., 1950. Cannabis. UN Bulletin on Narcotics 2: 14-30.

* Braut-Boucher F., 1980. Effet des conditions ecophysiologiques sur la croissance, le developpement et le contenu en cannabinoides de clones correspondant aux deux types chimiques du Cannabis sativa L. originaire d'Afrique du Sud. Physiol. Veg. 18: 207-221.

* Brenneisen R., 1984. Psychotrope Drogen II. Bestimmung der Cannabinoid in Cannabis sativa L. und in Cannabisprodukten mittels Hochdruckflussigkeitschromatographie (HPLC). Pharm. Acta Helv. 59: 247-259.

* Briosi G. and F. Tognini, 1894. Anatomia della canapa. Parte prima: Organi sessuali. Atti. Ist. Bot. Pavia Ser. II. 3: 91-209.

* Charles,V. and A. Jenkins, 1914. A fungous disease of hemp. J. Agric. Res. 3: 81-85.

* Coffman C.B. and W.A. Gentner, 1975. Cannabinoid profile and elemental uptake of Cannabis sativa L. as influenced by soil characteristics. Agronomy Journal 67: 491-497.

* Dayanandan P. and P.B. Kaufman, 1976. Trichomes of Cannabis sativa L. (Cannabaceae). American Journal of Botany 63: 578-591

* De Faubert Maunder M.J., 1970. A comparative evaluation of the tetrahydrocannabinol content of Cannabis plants. J. Ass. Pub. Anal. 8: 42-47.

* De Faubert Maunder M.J., 1976. The forensic significance of the age and origin of Cannabis. Med. Sci. Law 16: 78-89.

* De Meijer E.P.M., H.J. Van der Kamp and F.A. Van Eeuwijk. Characterization of Cannabis accessions with regard to cannabinoid content in relation to other plant characters. Euphytica 62: 187-200.

* De Pasquale A., G. Tumino and R.C. De Pasquale, 1974. Micromorphology of the epidermic surfaces of female plants of Cannabis sativa L. UN Bulletin on Narcotics 26: 27-40

* De Zeeuw R.A., Th. M. Malingre and F.W.H.M. Merkus, 1972a. Tetrahydrocannabinolic acid, an important component in the evaluation of Cannabis products. J. Pharm. Pharmacology 24: 1-6.

* De Zeeuw R.A., T.B. Vree, D.D. Breimer and C.A.M. Van Ginnekin, 1973a. Cannabivarichromene, a new cannabinoid with a propyl side chain in Cannabis. Experientia 29: 260-261.

* De Zeeuw R.A., J. Wijsbek, D.D. Breimer, T.B. Vree, C.A. Van Ginneken and J.M. van Rossum, 1972b. Cannabinoids with a propyl side chain in Cannabis. Occurence and chromatographic behavior. Science 175: 778-779.

* De Zeeuw R.A., J. Wijsbek and Th.M. Malingre, 1973b. Interference of alkanes in the gas chromatographic analysis of Cannabis products. J. Pharm. Pharmacology 25: 21-26.

* Eisner T., 1970. Chemical defense against predation in arthropods. Page 127 in E. Sondheimer and J.B. Simone, eds., Chemical ecology, Academic Press, New York.

* ElSohly M.A. and C.E. Turner, 1976. A review of nitrogen containing compounds from Cannabis sativa L. Pharmaceutisch Weekblad III: 1069-1075.

* ElSohly H., C.E. Turner, A.M. Clark and M.A. ElSohly, 1982. Synthesis and antimicrobial properties of certain cannabichrome and cannabigerol related compounds. Journal of the Pharmaceutical Sciences 71: 1319-1323.

* Emboden W.A., 1972. Ritual use of Cannabis sativa L.: a historical-ethnographic survey. Page 224 in P. Furst, ed., Flesh of the gods, Praeger Press, New York.

* Fairbairn J.W., 1972. The trichomes and glands of Cannabis sativa L. UN Bulletin on Narcotics 24: 29-33.

* Farkas J., and E. Andrassy, 1976. The sporostatic effect of cannabidiolic acid. Acta Alimentaria 5: 57-67.

* Ferenczy L., 1956. Antibacterial substances in seeds of Cannabis. Nature 178: 639.

* Ferenczy L., L. Grazca and I. Jakobey, 1958. An antibacterial preparation from hemp (Cannabis sativa L.). Naturwissenschaften 45: 188.

* Fetterman P.S., N.J. Doorenbos, E.S. Keith and M.W. Quimby, 1971a. A simple gas liquid chromatography procedure for determination of cannabinoidic acids in Cannabis sativa L. Experientia 27: 988-90.

* Fetterman P.S., E.S. Keith, C.W. Waller, O. Guerrero, N.J. Doorenbos and M.W. Quimby, 1971b. Mississippi-grown Cannabis sativa L.: Preliminary observation on chemical definition of phenotype and variations in tetrahydrocannabinol content versus age, sex, and plant part. Journal of the Pharmaceutical Sciences 60: 1246-1249.

* Fetterman P.S. and C.E. Turner, 1972. Constituents of Cannabis sativa L. I. Propyl homologs of cannabinoids from an Indian variant. Journal of the Pharmaceutical Sciences 61: 1476-1477.

* Gal I.E. and O. Vajda, 1970. Influence of cannabidiolic acid on microorganisms. Elelmez. Ipar. 23: 336-339.

* Gaoni Y. and R. Mechoulam, 1966. Hashish, VII. The isomerization of cannabidiol to tetrahydrocannabinols. Tetrahedron 22: 1481-1488.

* Gaoni Y. and R. Mechoulam, 1971. The isolation and structure of delta-1-tetrahydrocannabinol and other neutral cannabinoids from hashish. Journal of the American Chemical Society 93: 217-224.

* Garrett E.R. and C.A. Hunt, 1974. Physico-chemical properties, solubility and protein binding of delta-9-tetrahydrocannabinol. Journal of the Pharmaceutical Sciences 63: 1056-1064.

* Gellert M., I. Novak, M. Szell and K. Szendrei, 1974. Glycosidic components of Cannabis sativa L. I. Flavonoids. UN Document ST/SOA/SER.S/50 Sept. 20.

* Gill E.W., 1971. Propyl homologue of tetrahydrohcannabinol: Its isolation from Cannabis, properties and synthesis. Journal of the Chemical Society p. 579-82.

* Gill E.W., W.D.M. Paton and R.G. Pertwee, 1970. Preliminary experiments on the chemistry and pharmacology of Cannabis. Nature 228: 134-136.

* Grlic L. and A. Andrec, 1961. The content of acid fraction in Cannabis resin of various age and provenance. Experientia 17: 325-326.

* Hakim H.A., Y.A. El Kheir and M.I. Mohamed, 1986. Effect of climate on the content of a CBD-rich variant of Cannabis. Fitoterapia 57: 239-241.

* Hammond C.T. and P.G. Mahlberg, 1973. Morphology of glandular hairs of Cannabis sativa from scanning electron microscopy. American Journal of Botany 60: 524-528.

* Hammond C.T. and P.G. Mahlberg, 1978. Ultrastructural development of capitate glandular hairs of Cannabis sativa L. (Cannabaceae). American Journal of Botany 65: 140-151.

* Hammond C.T. and P.G. Mahlberg, 1994. Phloroglucinol glucoside as a natural constituent of Cannabis sativa. Phytochemistry 37: 755-756.

* Haney A. and F.A. Bazzaz, 1970. Discussion in The botany and chemistry of Cannabis. Joyce, C.R.B. and S.H. Curry, eds. Churchill, London.

* Haney A. and B.B. Kutscheid, 1973. Quantitative variation in chemical constituents of marihuana from stands of naturalized Cannabis sativa L. in east central Illinois. Economic Botany 27: 193-203.

* Haney A. and B.B. Kutscheid, 1975. An ecological study of naturalized hemp (Cannabis sativa L.) in east-central Illinois. American Midland Naturalist 93: 1-24.

* Hanus I., 1975a. The present state of knowledge in the chemistry of substances of Cannabis sativa L. III. Terpenoid substances. Acta Universitatis Palackianae Olomucensis Facultatis Medicae 73: 233-239.

* Hanus I., 1975b. The present state of knowledge in the chemistry of substances of Cannabis sativa L. IV. Nitrogen containing compounds. Acta Universitatis Palackianae Olomucensis Facultatis Medicae 73: 241-244.

* Hanus I., 1976a. The present state of knowledge in the chemistry of substances of Cannabis sativa L. V. Addendum to part I-IV. Acta Universitatis Palackianae Olomucensis Facultatis Medicae 76: 153-166.

* Hanus I., 1976b. The present state of knowledge in the chemistry of substances of Cannabis sativa L. VI. The other contained substances. Acta Universitatis Palackianae Olomucensis Facultatis Medicae 76: 167-173.

* Harvey O.J., 1976. Characterization of the butyl homologs of delta-1-tetrahydrocannabinol and cannabidiol in samples of Cannabis by combined gas chromatography and mass spectrometry. J. Pharm. Pharmacol. 28: 280-285.

* Hendricks H., T.M. Malingre, S. Batterman and R. Bos, 1975. Mono- and sesquiterpene hydrocarbons of the essential oil of Cannabis sativa. Phytochemistry 14: 814-15.

* Holley J. H., K.W. Hadley and C.E. Turner, 1975. Constituents of Cannabis sativa L. XI. Cannabidiol and cannabichromene in samples of known geographical origin. Journal of the Pharmaceutical Sciences 64: 892-895.

* Honma S., H. Kaneshima, M. Mori,and T. Kitsutaka, 1971a. Cannabis grown in Hokkaido. 2. Contents of cannabinol, tetrahydrocannabinol and cannabidiol in wild Cannabis. Hokkaidoritsu Eisei Kenkyushoho 21: 180-185.

* Honma S., H. Kaneshima, M. Mori and T. Kitsutaka, 1971b. Cannabis grown in Hokkaido. 3. Variation in the amount of narcotic components of Cannabis and its growth. Hokkaidoritsu Eisei Kenkyushoho 21: 186-190.

* Hood L.V.S., M.E. Dames and G.T. Barry, 1973. Headspace volatiles of marijuana. Nature 242: 402-403.

* Isbell H., 1973. Research on Cannabis (marijuana). UN Bulletin on Narcotics 25: 37-48.

* Kabelik J., Z. Krejci and F. Santavy, 1960. Cannabis as a medicament. UN Bulletin on Narcotics 12: 5-23.

* Kaneshima H., M. Mori and N. Mizuno, 1973. Studies on Cannabis in Hokkaido (Part 6). The dependence of Cannabis plants on iron nutrition. Hokkaidoritsu Eisei Kenkyusho 23: 3-5.

* Khare B.P., S.B. Gupta and S. Chandra, 1974. Biological efficacy of some plant materials against Sitophilus oryzae Linneaeous. Indian Journal of Agricultural Research 8: 243-248.

* Kimura M. and K. Okamoto, 1970. Distribution of tetrahydrocannabinolic acid in fresh wild Cannabis. Experientia 26: 819-20.

* Krejci Z., 1970. Changes with maturation in amounts of biologically interesting substances of Cannabis. Page 49 in The botany and chemistry of Cannabis. Joyce, C.R.B. and S.H. Curry, eds. Churchill, London.

* Lanyon V.S., J.C. Turner and P.G. Mahlberg, 1981. Quantitative analysis of cannabinoids in the secretory product from captitate-stalked glands of Cannabis sativa L. (Cannabaceae). Botanical Gazette 142: 316-319.

* Latta R.P. and B.J. Eaton, 1975. Seasonal fluctuations in cannabinoid content of Kansas marijuana. Economic Botany 29: 153-163.

* Ledbetter M.C. and A.D. Krikorian, 1975. Trichomes of Cannabis sativa as viewed with scanning electron microscope. Phytomorphology 25: 166-176.

* Lentz P.L., C.E. Turner, L.W. Robertson and W.A. Gentner, 1974. First North American record for Cercospora cannabina, with notes on the identification of C. cannabina and C. cannabis. Plant Disease Reporter 58: 165-168.

* Levin D.A., 1973. The role of trichomes in plant defense. Quarterly Review of Biology 48: 3-16.

* Lydon J., 1985. The effects of Ultraviolet-B radiation on the growth, physiology and cannabinoid production of Cannabis sativa L. Ph.D. Dissertation, University of Maryland.

* Lydon J. and A.H. Teramura, 1987. Photochemical decomposition of cannabidiol in its resin base. Phytochemistry 26: 1216-1217.

* Lydon J., A.H. Teramura and C.B. Coffman, 1987. UV-B radiation effects on photosynthesis, growth and cannabinoid production of two Cannabis sativa chemotypes. Photochemistry and Photobiology 46: 201-206.

* Mahlberg P.G. and E.-S. Kim, 1992. Secretory vesicle formation in glandular trichomes of Cannabis sativa (Cannabaceae). American Journal of Botany 79: 166-173.

* Malingre T.N., H. Hendricks, S. Batterman, R. Bos and J. Visser, 1975. The essential oil of Cannabis sativa.. Planta Medica 28: 56-61.

* Marshman J., C.D. Yawney and R.E. Popham, 1976. A note on the cannabinoid content of Jamaican ganja. UN Bulletin on Narcotics 28: 63-68.

* Martin L., D.M. Smith and C.G. Farmilo, 1961. Essential oil from fresh Cannabis sativa and its use in identification. Nature 191: 774-776.

* Masoud A.N. and N.J. Doorenbos, 1973. Mississippi grown Cannabis sativa L. III. Cannabinoid and cannabinoic acid content. Journal of the Pharmaceutical Sciences 62: 313-315.

* McCain A.H. and C. Noviello, 1985. Biological control of Cannabis sativa. Pages 635-642 in Proceedings of the sixth international symposium on biological control of weeds. Delfosse, E.S., ed. Agricultural Canada, Ottawa, Canada.

* McPartland J.M., 1984. Pathogenicity of Phomopsis ganjae on Cannabis sativa and the fungistatic effect of cannabinoids produced by the host. Mycopathologia 87: 149-154.

* Mechoulam R., 1970. Marijuana chemistry. Science 168: 1159-1166.

* Mechoulam R. and Y. Gaoni, 1965. Hashish IV. The isolation of cannabinolic, cannabidiolic and cannabigerolic acids. Tetrahedron 21: 1223-1229.

* Merkus F.W.H.M., 1971. Two new constituents of hashish. Nature 232: 579-580.

* Mikuriya T.H., 1969. Marijuana in medicine: past, present and future. California Medicine 110: 34-40.

* Mobarak Z., D. Bieniek and F. Korte, 1974a. Studies on non-cannabinoids of hashish. Isolation and identification of some hydrocarbons. Chemosphere 3: 5-8.

* Mobarak Z., D. Bieniek and F. Korte, 1974b. Studies on non-cannabinoids of hashish II. An approach to correlate the geographical origin of Cannabis with hydrocarbon content by chromatographic analysis. Chemosphere 3: 265-70.

* Muller W.H. and R. Hauge, 1967. Volatile growth inhibitors produced by Salvia leucophylla: effect on seedling anatomy. Bulletin of the Torrey Botanical Club 94: 182-190.

* Muller C.H., W.H. Muller and B.L. Haines 1964. Volatile growth inhibitors produced by aromatic shrubs. Science 143: 471-73.

* Murari G., S. Lombardi, A.M. Puccini and R. De Sanctis, 1983. Influence of environmental conditions on tetrahydrocannabinol (delta-9-THC) in different cultivars of Cannabis sativa L. Fitoterapia 54: 195-201.

* Novotny M., M.L. Lee, C.-E. Low and A. Raymond, 1976. Analysis of marijuana samples from different origins by high-resolution gas-liquid chromatography for forensic application. Analytical Chemistry 48: 24-29.

* Ohlsson A., C.I. Abou-Chaar, S. Agurell, I.M. Nilsson, K. Olofsson and F. Sandberg, 1971. Cannabinoid constituents of male and female Cannabis sativa. UN Bulletin on Narcotics 23: 29-32.

* Ono M., M. Shimamine and K. Takahashi, 1972. Studies on Cannabis. III. Distribution of tetrahydrocannabinol in the Cannabis plant. Eisei Shikenjo Hokoku 90: 1-4.

* Paris M., F. Boucher and L. Cosson, 1975a. The constituents of Cannabis sativa pollen. Economic Botany 29: 245-253.

* Paris R.R., E. Henri and M. Paris, 1975b. O c-flavonoidima Cannabis sativa L. Arh. Farmaciju 25: 319-28.

* Paris R.R. and M.R. Paris, 1973. Sur les flavonoides du chanvre (Cannabis sativa L.). Comptes Rendus Acad. Sci. Ser. D. 277: 2369-71.

* Pate D.W., 1983. Possible role of ultraviolet radiation in evolution of Cannabis chemotypes. Economic Botany 37: 396-405.

* Radosevic A., M. Kupinic and Lj. Grlic, 1962. Antibiotic activity of various types of Cannabis resin. Nature 195: 1007-1009.

* Robertson L.W., M.A. Lyle and S. Billets, 1975. Biotranformation of cannabinoids by Syncephalastrum racemosum.. Biomedical Mass Spectroscopy 2: 266-271.

* Rothschild M., M.G. Rowen and J.W. Fairbairn, 1977. Storage of cannabinoids by Arctia caja and Zonocerus elegans fed on chemically distinct strains of `Cannabis sativa. Nature 266: 650-651.

* Rothschild M. and J.W. Fairbairn, 1980. Ovipositing butterfly (Pieris brassicae L.) distinguishes between aqueous extracts of two strains of Cannabis sativa L. and THC and CBD. Nature 286: 56-59.

* Sharma G.K., 1975. Altitudinal variation in leaf epidermal patterns of Cannabis sativa. Bulletin of the Torrey Botanical Club 102: 199-200.

* Shoyama Y., H. Hirano and I. Nishioka, 1984. Biosynthesis of Propyl Cannabinoid Acid and Its Biosynthetic Relationship with Pentyl and Methyl Cannabinoid Acids. Phytochemistry 29: 1909-1912.

* Shoyama Y., M. Yagi, I. Nishioka, and T. Yamauchi, 1975. Biosynthesis of cannabinoid acids. Phytochemistry 14: 2189-2192.

* Shukla D.D. and V.N. Pathak, 1967. A new species of Ascochyta on Cannabis sativa L. Sydowia Annals of Mycology 21: 277-278.

* Small E. and H.D. Beckstead, 1973. Common cannabinoid phenotypes in 350 stocks of Cannabis. Lloydia 36: 144-165.

* Smith G.E. and A. Haney, 1973. Grapholitha tristrigana (Clemens) (Lepidoptera: Tortricidae) on naturalized hemp (Cannabis sativa L.) in east-central Illinois. Transactions of the Illinois State Academy of Sciences 66: 38-41.

* Srivastava S.L. and S.C. Naithani, 1979. Cannabis sativa Linn., a new host for Phoma sp. Current Science of India 48: 1040-1005.

* Stannard L.J., J.R. Dewitt and T.C. Vance, 1970. The marijuana thrips, Oxythrips cannabensis, a new record for Illinois and North America. Transactions of the Illinois Academy of Sciences 63: 152-156.

* Steinberg S., J. Offermeier, B.I. Field and F.W. Jansen Van Ryssen, 1975. Investigation of the influence of soil types, environmental conditions, age and morphological plant parts on the chemical composition of Cannabis sativa (Dagga) plants. South African Medical Journal 45: 279.

* Turner C.E., M.A. ElSohly and E.G. Boeren, 1980. Constituents of Cannabis sativa L. XVII. A review of the natural constituents. Journal of Natural Products 43: 169-234.

* Turner C.E. and K. Hadley, 1973. Constituents of Cannabis sativa L. II. Absence of cannabidiol in an African variant. Journal of the Pharmaceutical Sciences 62: 251-255.

* Turner C.E., K. Hadley and P.S. Fetterman, 1973a. Constituents of Cannabis sativa L. VI: Propyl homologs in samples of known geographic origin. Journal of the Pharmaceutical Sciences 62: 1739-1741.

* Turner C.E., K.W. Hadley, P.S. Fetterman, N.J. Doorenbos , M.W. Quimby and C. Waller, 1973b. Constituents of Cannabis sativa L. IV: Stability of cannabinoids in stored plant material. Journal of the Pharmaceutical Sciences 62: 1601-1605.

* Turner J.C., J.K. Hemphill and P.G. Mahlberg, 1978. Cannabinoid composition and gland distribution in clones of Cannabis sativa L. (Cannabaceae). UN Bulletin on Narcotics 30: 55-65.

* Turner J.C. and Mahlberg, P.G., 1988. In vivo incorporation of labeled precursors into cannabinoids in seedlings of Cannabis sativa L. (Cannabaceae). Pages 263-270 in Chesher, G., P. Consroe and R. Musty, eds. Marihuana. Australian Government Publications, Canberra.

* Van Klingeren B. and M. Ten Ham, 1976. Antibacterial activity of delta-9-tetrahydrocannabinol and cannabidiol. Antonie van Leeuwenhoek Journal of Microbiology and Serology 42: 9-12.

* Vogelmann A.F., J.C. Turner and P.G. Mahlberg, 1988. Cannabinoid composition in seedlings compared to adult plants of Cannabis sativa. Journal of Natural Products 51: 1075-1079.

* Vree T.B., D.D. Breimer, C.A.M. Van Gienneken and J.M. Rossum, 1971. Identification of methyl and homologs of CBD, THC and CBN in hashish by a new method of combined gas chromatography-mass spectrometry. Acta Pharm. Sue. 8: 683-84.

* Vree T.B., D.D. Breimer, C.A.M. Van Gienneken and J.M. Rossum, 1972a. Identification of cannabicyclol with a pentyl or propyl side-chain by means of combined gas chromatography-mass spectrometry. Journal of Chromatography 74: 124-127.

* Vree T.B., D.D. Breimer, C.A.M. Van Gienneken and J.M. Rossum, 1972b. Identification in hashish of tetrahydrocannabinol, cannabidiol and cannabinol analogs with methyl side-chain. J. Pharm. Pharmacol. 24: 7-12.

* Yagen B. and R. Mechoulam, 1969. Stereospecific cyclizations and isomerizations of cannabichromene and related cannabinoids. Tetrahedron Letters 60: 5356-5363.

 

 

 

Bonjour,

 

Voici un petit sujet traitant de la radiations lumineuse FarRed, ba oui après être aller voir la fin du spectre avec les UV, maintenant on s'intéresse au début avec les radiations infra rouge.

 

 

Voici quelques données récemment parues dans un journal :

 

 

Étant en désaccord complet d'après mes expérimentations et mes connaissances, voici ce que j'ai pu trouver.

 

Sources:

 

Nathan C. Rockwell, Yi-Shin Su, and J. Clark Lagarias,

Phytochrome Structure and Signaling Mechanisms,

Annu.Rev. Plant Biol. 2006. 57:837–58

 

Chentao Lin and Dror Shalitin,

Cryptochrome Structure And Signal Transduction,

Annu. Rev. Plant Biol. 2003.54:469–96

 

John M. Christie, Phototropin Blue-Light Receptors, Annu. Rev. Plant Biol. 2007. 58:21–45

 

Papenbrock J, Grimm B.

Regulatory network of tetrapyrrole biosynthesis--studies of intracellular signalling involved

in metabolic and developmental control of plastids.

Planta. 2001, 213(5):667-81

 

Chez les plantes, il existe 4 catégories de molécules sensible à la lumière :

 

-Les pigments

-Les phytochromes

-les phototropines

-les cryptochromes

 

Ceux concernés par les radiations 660nm et 680 nm sont :

 

-Les pigments, chlorophylle a et b uniquement

-Les phytochromes A, B, C, D et E

 

Les pigments sont là pour capter l'énergie électromagnétique et la transformer en énergie électro-chimique (cf éxperiece de Timiriazeff)

 

 

Afin de déterminer l'influence de la qualité de la lumière (couleur) sur l'intensité photosynthétique, Timiriazeff réalisait un spectre d'action -c'est à dire un enregistrement de l'intensité de la photosynthèse en fonction de chacune des réactions monochromatiques composant la lumière incidente- en éclairant des plantes avec une lumière décomposée par un prisme. Chaque plante était éclairée par une couleur précise.

 

Et les phytochromes contrôlant de nombreuses réactions chez les plantes:

 

-Effets sur la germination

 

 

La plante a besoin de lumière pour germer. La lumière rouge R stimule tandis que la lumière far-rouge FR inhibe

 

Les graines qui se trouvent sous d’autres plantes reçoivent beaucoup plus de lumière FR qui inhibe la germination jusqu’à ce que les autres plantes meurent. Prévient la germination à l’ombre lorsque conditions. Cette réponse demande des quantités de lumière peu intense et pour ça elle est appelée « Low Fluence Response »

 

Phytochrome: chromoprotéine qui lie comme molécule photoactive (chromophore) un tétrapyrrole linéaire (absorbe dans le rouge) et dérive de l’hème (une porphyrine)

 

Phytochromes : chromoprotéines existant sous deux formes interconvertibles :

 

- Une forme Pr (r = red) absorbant à 650 nm

- Une forme Pfr (fr = far red) absorbant à 730 nm

 

Formes interconvertibles

 

Phytochromes se présentent sous forme d’homodimère de 120kDa (parfois hétérodimère) Longueur d’onde (nm) Absorbance Absorbance hétérodimère).

 

Phytochromes = apoprotéine (~ 1100 acides aminés ) + un chromophore (une biline = tetrapyrrole linéaire) responsable de la photoisomérisation.

 

Forme active = Pr ou Pfr selon les organismes.

Chez les plantes forme active = forme Pfr

Chez les bactéries forme active = forme Pr ou Pfr

 

Le rapport Pr/Pfr dépend des conditions lumineuses (et la vitesse de réversion spontanée). Passage d’une forme à l’autre se fait en quelques ms. Passage par plusieurs intermédiaires. « Dark reversion »:

 

Chez les plantes, les formes sont très stables (à l’obscurité, conversion très lente de Pfr à Pr).

Chez les bactéries, à l’obscurité conversion moins lente (quelques dizaines de minutes).

 

 

• Mécanismes d’action des phytochromes encore mal connus, compliqués à étudier chez les plantes de part leur complexité :

 

- Interférence entre spectres d’absorption de la chlorophylle (autour de 680 nm) et la forme Pr (660 nm)

- Compartimentation cellulaire

 

• Étude des microorganismes beaucoup plus simple :

 

- Pas d’interférence entre spectres d’absorption de la bactériochlorophylle (870 nm) et la forme Pfr (~ 730 nm)

- Pas de compartimentation cellulaire

- Organisation génétique plus rudimentaire

 

• Deux types de mécanismes d’action des phytochromes :

 

- Peuvent agir comme des kinases régulées par la lumière : le message est donc transduit par une cascade de phosphorylation.

- Peuvent interagir avec d’autres protéines, notamment des facteurs de transcription (plus rare)

 

Les phytochromes peuvent réguler quasiment toutes les phases de développement des plantes dont :

 

- Germination

- Architecture de la plante mature

- Induction de la floraison

- Évitement de l'ombre

- Synthèse de la chlorophylle

 

A. thaliana: 5 gènes codant pour des phytochromes (phyA-phyE)

 

- PhyA: le Phy le plus abondant dans des plantules étiolée, joue un rôle dans la de-etiolation (PhyA est dégradé à la lumière)

 

- PhyB: le Phy le plus abondant dans des plantes à la lumière joue un rôle dans l’inhibition de l’élongation de l’hypocotyle et l’ouverture des cotylédons

 

- PhyA, PhyD et PhyE ont des rôles redondants.

 

 

En forêt, lumière rouge absorbée par la chlorophylle, lumière infrarouge dispersée et réfléchie par les feuilles.

l ié <l iè i f

 

L'élargissement FR feuilles.

 

Lumière du jour : lumière rouge ~ lumière infrarouge, donc Pr ~ Pfr

 

Lumiére rouge lumière infrarouge: Donc Pr > Pfr, PhyB est inactif. D'où élongation de la plante et diminution de la taille des feuilles.

 

3 types de réponses à la lumière:

 

– VLFR (very-low-fluence response)

– LFR (low-fluence-response)

– HIR (high-irradiance response)

 

 

La VLFR concerne la germination des graines (voir plus haut)

 

High irradiance response (HIR)

 

Lumières plus intense et continues sont De-etiolation (PhyA) impliquées dans la transformation des etioplastes en chloroplaste (synthèse des chlorophylle, formation des thylakoïdes, synthèse des photosystèmes…) Plantes etiolées Ces réponses à lumière intense et continue en général ne sont pas réversibles (différemment des réponses LFR)

 

 

CONCLUSIONS

 

Les phytochromes jouent un rôle régulateur essentiel chez les plantes. Interviennent dans la germination, la floraison, l’évitement de l’ombre, la forme et le nombre de feuilles, la synthèse de chlorophylle…

 

Le changement de forme Pr/Pfr provoque indirectement l’activation ou la répression de la transcription de gènes cibles.

 

Les procaryotes représentant des modèles plus faciles à étudier que les plantes, la découverte de phytochromes chez les procaryotes facilite l’avancement des recherches dans le domaine et a permis de mettre en évidence la conservation des phytochromes au cours de l’évolution.

 

Chez les bactéries photosynthétiques, il a été montré que les phytochromes jouent un rôle important dans la régulation de la mise en place de l’appareil photosynthétique. Cependant, les rôles des phytochromes chez les bactéries restent globalement encore mal connus. Les mécanismes d’action des phytochromes commencent à être compris, grâce, notamment, aux modèles procaryotes.

 

 

Conclusion sur l'éclairage 660 nm

 

En gros, l'éclairage à 660 provoque la dé étiolation, l'arrêt de croissance de la bud mais pas des trichomes. Donc la densité de trichomes augmentent, en contre partie la bud limite sa croissance.

 

La méthode adéquate serait donc un éclairage à 660 nm pendant la phase de jour couplé aux UV comme ça tu as à la fois la surproduction de résine et l'effet densifiant de la radiation 660 nm. Le tout couplé à une radiation 680 une heure avant la passage à la phase de nuit pour provoquer l'étiolation durant la nuit et du coup profiter au maximum de chacune de ces radiations.

 

Cordialement....

 

Tous les guides ICI

Pour les engrais, j'ai décidé d'utiliser ma propre gamme que je développe depuis quelques années, vous les découvrirez donc pendant le JDC

 

 

 

 

 

 

 

Super Silver Haze

 

 

 

Breeder : Green House Seed

 

Culture : Interieur et exterieur

 

Sexe: Regular

 

Génétique: Principal sativa 70%

 

Floraison: 70 a 80 J

 

Awards: Premier à la High Times Cannabis Cup 1997,.1998 i 1999.

 

Pedigree : Skunk, Northern Lights, Haze.THC : 18.0%CBD : 0.3%CBN : 0.1%

 

 

Sour Diesel

 

 

 

La Sour Diesel de Medical Seeds a l'avantage de faire partie des meilleures génétiques que nous offre le marché du cannabis. C'est un croisement entre une Diesel et une California.

 

C'est une variété de cannabis très caractéristique d'origine sativa de super production et de courte floraison. Nous remarquerons particulièrement son effet clair incomparable et euphorisant. Cet effet n'est pas très cérébral, ce qui nous permettra donc de pouvoir déguster son arôme de fruit tropical durant la journée sans en arriver à être amorphe.

 

La Sour Diesel a su démontrer son grand caractère en gagnant plusieurs concours cannabiques.

 

Génétique: Diesel x California

Type: 70% Sativa - 30% Indica

Temps de croissance en intérieur: 2 à 3 semaines

Floraison intérieur: 75 à 85 jours

Production intérieur / m2: Jusqu'à 500 gr

Récolte en extérieur: mi octobre. Jusqu'à 600 gr.

Hauteur en extérieur: 2 mètres

THC: 12 à 15 %

CBD: Bas

 

 

Cheese*Quake

 

 

 

Breeder: TGA Subcool Seeds - Cheese Quake

 

The taste, like a Grape Cheese Danish is amazing and we already dig this new strain. Both variations of the females are special in their own way as far as flavour is concerned. The Urkle Dom has a more grape musty taste and the Cheese Dom that unusual cheese smell, but both of the females have the same euphoric head high combined with a body stone. I can't wait to have this strain tested at the lab as both MzJill and myself get really high after smoking it to the point of impairment and that's unusual for us. It's easy to smoke has a nice flavour but the high is much stronger than you would expect and I think Cheese Quake gets me higher with more pain relief that either of it's parents.

 

Genetic: Cheese X Querkle

Flowering time: 8-9 weeks

Characteristics: Head tingling initial buzz, followed by energetic body stone

 

Cerise cross perso

 

 

 

Croisement somatique entre une SourDiesel et une Cheese UK riricut

 

Tous le reste est inconnu, c'est la première fois que j'arrive à obtenir ce croisement

 

 

Boom mastic cross perso

 

 

 

Croisement somatique entre une Braindead TGA et une super Lemon Haze

 

 

 

 

Le croisement somatique est un croisement réalisé entre deux cellules non sexuelles. On commence par prendre quelques cellules de chaque variété, en prenant un morceau de feuille et en réalisant une extraction de protoplasme. on réalise ensuite un croisement grâce à un choc électrique qui va alors souder les cellules. ici je n'ai sélectionné que les cellules ayant fusionné leur cytoplasme mais pas leur noyau, histoire de récolter les chloroplastes et les mitochondries d'une variété avec génome nucléaire de l'autre. Chloroplaste et mitochondrie étant responsables des couleurs, des odeurs et en partie des résistance. Par la suite, je réalise une micropropagation pour régénérer une plante.

 

Petit lien : L'hybridation somatique

 

 

Partie 1 : expérimentation de laboratoire

 

La micropropagation

 

Bonjour,

 

Je vais tenter de vous expliquer de la manière la plus simple possible cette technique extraordinaire. Cette idée m'a été donné par Jahroide et ses questions sur la micropropagation .

Problématiques:

 

A quoi sert la micropropagation?

 

Elle sert à régénérer des plantes entières à partir de n'importe quelle partie de cette dernière.

 

 

De quelle partie se sert-on?

 

De toute, une feuille, un bourgeon, une racine, une cellule.

 

Cela parait trop beau, où est l'arnaque?

 

Il n'y en a pas, cette technique est utilisée dans les laboratoires de recherche, et depuis peu dans les grandes exploitations, permettant de multiplier à l'infini une plante avec des caractères spéciaux.

 

 

Si d'autres questions vous viennent à l'esprit, n'hésitez pas.

 

Maintenant, la technique à proprement parler, et la vérification scientifique, par la suite je rajouterai comment le faire simplement à moindre coût et sans aucune connaissance.

 

 

 

Introduction

 

 

Outre l'utilisation récréative du cannabis, d'autres comme la production de fibres, de graines à alimentation humaine ou encore de production de molécules pharmaceutiques existent.

 

Ce type d'application à fort coût économique ont très vite intéressé les chercheurs. Cependant le cannabis jouissant d'une réputation défavorable, très peu de publications sont accessibles.

 

Néanmoins, pour moi la science devant être partagée et surtout pas gardée comme un secret, je vais vous révéler la technique la plus performante à l'heure actuelle pour obtenir une quantité impressionnante de boutures dans un laps de temps fort court.

 

 

 

Matériels et méthodes

 

 

-Germination de graines à l'obscurité dans un milieu de 90% d'humidité pendant 24h.

-Stérilisation à l'hypochlorite de calcium 5% pendant 6-8-15 minutes.

-Puis remise en germination dans une solution aqueuse à 3% de glucose et 1% de saccharose.

-Suivi de la mise en croissance hors sol de plantes.

-Arrivées à 3 semaines de croissances les plantes sont sacrifiées.

 

 

 

 

-On part alors de pétiole, d'entre nœud, de bourgeons axilaires et du bourgeon apical.

-Mise en culture dans boite d'Agar-agar présterilisé à l'autoclave, 120°C pendant 45 min.

 

 

 

 

-Puis les cultures sont placées à l'obscurité pendant 3 semaines, en présence d'une balance hormonale favorisant la différenciation des cellules en type racine. Cette enceinte est maintenue à 22°c.

-Puis passage en mode éclairage à 22°c, sous photopériode de 16/8.

 

 

-Pour la formation des racines, des plantules régénérées à 2 cm de haut ont été cultivés sur MS basal moyen complété avec 1,0 mg l-1 IAA (Auxine) et 1,0 mgl-1 NAA. Les plantes enracinées ont été transférées vers le sol et cultivées dans une serre.

 

 

Statistiques

 

Des expériences impliquant quatre explants, cinq cultivars et une moyenne de huit combinaisons ont été réalisées dans une étude complète (RCB) de conception en trois répétitions.

L'effet des régulateurs de croissance des végétaux sur l'induction pour les différents explants (jeunes feuilles, pétioles, entrenœuds, bourgeons axillaires) a été exprimé en pourcentage. Pour savoir si les résultats étaient significatifs, nous avons utilisé Two-way ANOVA, et normalisé la distribution.

 

 

Résultats

 

 

La stérilisation des explants a été meilleure en remuant

la solution d'hypochlorite de calcium 5% pendant 15 min.

respectivement.

Toutes les préparations ont pu être régénérées en entier, donnant naissance à des lignées génétiquement identiques mais phénotypiquement différentes. En effet, partant de plantes dioïques strictes femelles nous sommes arrivé à des phénotypes hermaphrodites ou plutôt d'inter-sexes.

Ce phénomène à cependant été contrôlé conduisant à une restauration du phénotype femelle, partant de là une autre étude sera faite pour expliquer cette dédifférenciation ou comment partir de plantes hermaphrodites et induire une différentiation perpétuelle en un seul sexe de manière irréversible.

 

 

Discussion

 

Il faut préciser que les meilleures régénérations ont été obtenues à partir de pétioles et de feuilles, de plus le bourgeon apical à été régénéré aussi bien en présence qu'en absence d'hormone sa régénération sur milieu gélosé n'est donc pas obligatoire.

 

Partie 2 : Expérimentation facilité

 

Bonjour,

 

Aujourd'hui je vais tenter de vous expliquer comment faire de la micropropagation sans aucune connaissance. En revanche, il y a un peu de matériel à acheter, compter 50 euros pour réaliser 30 boîtes permettant chacune la micropropagation de 3 échantillons .

 

I-Introduction

 

Cette technique va permettre de régénérer une plante quelle que soit la partie prélevée, mais pour des soucis de technicité et de compétences, nous allons étudier le cas de la régénération par des cellules de parenchymes chlorophyllien de feuille (Pouvoir réducteur sous forme de NADPH(2)+ pour les curieux).

 

Outre l'aspect pratique de pouvoir préparer des milliers de boutures identiques au pied mère en partant de n'importe quelle partie de la plante, la micropropagation offre bien d'autres ouvertures plus que passionnantes et gorgées de surprises.

 

En conclusion je vous expliquerai comment croiser vos meilleures plantes mères et les régénérer pour donner naissance à des plantes aux potentiels végétatifs et floristiques pratiquement infinis.

 

Je tiens également à dire que ces protocoles sont ma propriété intellectuelle et qu'aucune utilisation à but lucratif ou associatif ne peut avoir lieu sans ma permission sous risque de poursuites mais l'utilisation personnelle est autorisée. Merci

 

II-Matériels et méthodes

 

Liste du matériel à se procurer :

 

 

- Un scalpel végétal

 

- De l'alcool à 90%

 

- Une gazinière ou mieux un bec Bunsen

 

- Votre plante à micropropager

 

- Récipient pour micropropager ( boite de pétri, tube à essai, pot yaourt....)

 

- Une pipette précision 0.1ml

 

- Auxine 1mg/L

 

- Cytokinine 1mg/L

 

- Du milieu minérale MS ou Murashige ou Skoog

 

(Tout cela est facilement trouvable sur internet, en cas de problème je rajouterai les adresses où en trouver)

 

 

 

Avrtissement :

 

- Les hormones ne supportent que très mal la température (elles sont thermolabiles), il est conseillé de les conserver au réfrigérateur à +/- 4°c. Et de ne les sortir que pour les expériences.

 

- Le milieu MS ou autres sont vendus en poudre, il faudra les compléter à l'eau et les faire chauffer au bain marie bouillant pour qu'ils se dissolvent, mais attention à bien les garder à cette température car une fois refroidits il durcissent et deviennent inutilisables.

 

- Toute les manipulations doivent se dérouler avec le plus de stérilité possible. Désinfectez le plan de travail, vos mains, tout le matériel, puis allumez votre bec Bunsen (flamme blanche) et délimitez un rayon de 20 a 30 cm autour qui constituera votre cône de stérilité où vous manipulerez.

 

Tout se passe dans le cône de stérilité.

 

 

 

Préparation des milieux :

 

 

- Désinfectez vos boites à l'alcool, puis au bain marie à 80°c pendant 5 min, puis laissez sécher.

 

- Chauffez votre solution (milieu ms + eau jusqu'au col de la bouteille) au bain marie bouillant, pensez à laisser le bouchon ouvert. Une fois totalement dissout au bout de 30 à 60 minutes, laissez refroidir légèrement pendant 5 min puis coulez dans vos boites sur environ 1 cm de profondeur. (conservation 3 semaines maximums)

 

- Minimum 2 boites par expérience, sur la première mettre 1mg/L d'auxine ( 0.5 ml)+ 1mg/L de cytokinine (0.5ml) nous permettra d'obtenir de Cals. Noté MSAC

 

Et sur la deuxième, mettre 0.1mg/l d'auxine (0.5ml) + 1mg/L de cytokinine (0.5ml), ne pas oublier de bien homogénéiser sur tout le substrat. Nous permettra de régénérer, noté MSEL

 

 

 

Prélèvement des fragments à micropropager :

 

 

- Prendre une feuille d'aluminium, la désinfecter au bain marie 80°c pendant 5 min, puis à l'alcool et la garder dans le champ stérile. Cette feuille permettra de stériliser le matériel végétal.

 

- Prendre une feuille de votre plante et la placer entre deux morceaux d'aluminium, laisser en contact 3 min, puis découper un carré de 1cm de coté, en prélevant une partie de la nervure centrale.

 

- Mettre les fragments sur les milieux, sceller les boites avec du scotch ou de la parafilm et placer les boîtes 3 semaines à 1 mois à température 18-20°c et faiblement éclairées.

 

III-Réultats

 

Les milieux MSEL vont développer des bourgeons, de là, rajouter de l'auxine et elles feront des racines, il ne reste plus qu'à les replanter en terre.

 

Les milieu MSAC vont former des amas de cellules indifférenciées et immortelles, en abaissant la température à 10°c vous pouvez les garder en quiscence pendant plusieurs années, et en prélever pour effectuer de la régénération sur milieu MSEL.

 

Il est donc facile de conserver des dizaines de génétiques dans sont frigo et de les régénérer au moment voulu. Cette technique permet la péréniter des variétés et un approvisionnement constant en boutures sélectionnées sur un phénotype intéressant afin de produire des boutures à l'infini.

 

IV-Discutions et évolutions

 

Le principe de la régénération peut également être utilisé pour réaliser des croisements, ceux-ci étant rendus impossibles soit par le nombre de générations demandées (10 ou 20 000), par le nombre de chromosomes inadéquates, par des notion de dominances récécivités, etc...

 

La solution se trouve dans la génération de protoplates (cellules végétales ayant perdu leurs paroi). Puis dans la fusion de deux protoplastes venant de plantes différentes. On obtient donc une cellules possédant les deux génomes et exprimant toutes les particularités des deux plantes. Sans compter qu'elles sont donc au minimum tétraploïdes (voir beaucoup plus) et que du coup les stocks d'hormones de croissances et de floraisons sont doublés.

 

Il suffit donc de régénérer ces protoplastes fusionnés en micropropagation, et l'on obtient des plantes monstrueusement résistantes et productives, sans compter qu'elles peuvent être bouturées ou micropropagées à l'infini.

 

Si cela intéresse du monde je ferai un tuto pour réussir sans connaissance la production et la fusion de protoplastes.

 

D'autres expériences sont également possibles mais on verra ça une prochaine fois.

 

 

Cordialement Exo-plank#0

 

Petit complément :

 

Voici la technique mise en vidéo :

 

-Part I : ici

 

-Part II : ici

 

-Part III : ici

 

-Part IV : lient mort

 

-Part V : ici

 

-Part VI : ici

 

-Part VII : ici

 

-Part VIII : ici

 

-Part IX : lien mort

 

-Part X : ici

 

Voici la liste du matériel et la manière de procéder:

 

-ici

 

-ici

 

Exemple de micropropagation réussie :

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1ER Décembre, Présentation des pieds mères et prélèvement des boutures

 

15 Décembre, Sélection des boutures et mise en pot des boutures retenues

 

22 Décembre, Passage en 12/12

 

MERCI DE NE PAS POSTER

 

Dad's label

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

 

 

 

la discussion c'est ICI

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

 

MAJ#1

 

 

 

Sujet : Les Pieds mère et les boutures

 

Les pieds mère

 

-Le substrat des pieds mère est du light mix, aéré par de la roche volcanique de type Norite

 

Les Norites

 

 

Bonjour,

 

Abstract

 

Bonjour, aujourd'hui je vais vous montrer un nouveau milieu de culture qui pourrais bien révolutionner la cannabiculture.

 

Pour cela, j'ai décidé de prendre un substrat simple, la terre, et de le modifier afin d'obtenir une assimilation accrue. Vous aller me dire, oui mais cela à déjà été fait et on n'a fait le tour de la question. Effectivement, mais cette fois je suis sur que vous ne connaissez pas, car même les chercheurs n'y comprennent pas grand chose.

 

Je vais vous parler des Régolites et des Norites Kreep ou plutôt dans notre cas des Norites plutoniques et métamorphiques beaucoup moins honnereux et beaucoup plus facile à trouver.

 

Introduction

 

Dans le cadre d'une étude, des graines on été prélevées aux hasard afin de déterminer leurs pourcentage de THC, avant être inférieure à 0.3% dans un intervalle de confiance de 5% (test réalisé sous SigmaStat). Tout en gardant notre postulat et la finalité de départ, nous en avons profité pour étudier le développement de plante dans un nouveau type de substrat, basé sur des observations de chercheur. Qui ont remarqué un fait intéressant et étrange, les plantules d'A.thaliana semblent se développer beaucoup plus vite sur un mélange de terre et de roche lunaire, qui sur n'importe quel autres substrats (vivant ou inerte).

 

Dans cette publication nous essayerons de reproduire, avec des matériaux terrestres, les mêmes résultats. Pour cette expérience notre hypothèse est donc:

 

-Les régolites et les Norites (non Kreep) ont un effet sur l'assimilation et la métabolisations des éléments.

 

Afin de rester le plus fidèle que possible à l'expérience de départ, nous n'utiliserons que des matériaux terrestres n'ayant subi aucune altération chimique ou physique provoqué par l'homme.

 

Matériels et méthodes

 

Pour cette expérience nous avons utilisé une enceinte de culture parfaitement automatisée pour optimiser la croissance, celle-ci est réglé pour des cycles des 18/6 heures, à 24/20°c et 70%/50% d'hygrométrie.

 

Pour le milieu de culture nous utilisons un substrat de type horticole faible pour mieux gérer les apports en substances nutritives:

 

-pH 6.5 ; NPK 3.3.3 ; Ec 1..2

 

Les autres variables sont traitées par le logiciel de l'enceinte automatisée pour obtenir un croissance optimum. Ce test est réalisé avec une souche pur de chanvre en milieu additionné de Régolite et de Norite non KREEP, et une souche témoin en substrat non additionné.

 

Les roches plutoniques, métamorphiques et basaltiques vont être réduite en poudre avant d'être mélangés.

-Roche plutonique :

 

 

-Roche basaltique :

 

 

-Roche métamorphique ( G et granolite) :

 

 

Réduction en poudre à l'ultra-thurax geologique, ajout de résidu de quartz non choqués(cristallin), et d'iridium sous forme ionique.

 

Mal grès une réalisation simple de ce protocole, celui-ci nous a demandé une très longues recherche sur la nature de ces fameuses roches, la Norite KREEP est une roche lunaire et a été découverte par la mission Apollo 11, tous comme la Régolite. Leurs analyses a demandé plus de 30 ans de travail, suivit de 10 ans de recherche à l'application.

 

Les formules chimiques déduites sont :

 

Norite KREEP :

Petrography and Geochemistry: (T. Bunch and J. Wittke, NAU) The feldspathic fragmental breccia contains many highlands fine-grained lithologies. Norite: Orthopyroxene (Fs26.4Wo4; FeO/MnO = 66). Olivine basalt: Olivine (Fa87.2; FeO/MnO = 95), plagioclase (An84.7). Subophitic basalt: Ca pyroxene (Fs25-48Wo37.1-25.9), pigeonite (Fs27.8-31.7Wo15.4-9.3; FeO/MnO = 53), olivine (Fa36.3; FeO/MnO = 90), plagioclase (An97). Gabbro: Olivine (Fa34.7; FeO/MnO = 95), pigeonite (Fs28..2Wo8.9; FeO/MnO = 67), plagioclase (An94). KREEPy-like basalt: Plagioclase (Ab50Or17.4), K feldspar (Ab14.3Or83) in addition to silica, phosphate, and Fe-rich pyroxenes. Troctolite: olivine (Fa30.8; FeO/MnO = 94), plagioclase (An94..7). Granulitic impact melts: Olivine (Fa31), orthopyroxene (Fs25.2Wo3.4), plagioclase (An95). Anorthosite: (An92.7-96.8), glassy impact melts, coarse-grained mineral fragments, and a 0.350 mm-size grain of meteoritic Ni, Fe metal (Ni = 6.3, Co = 1.0 [both wt%])

 

Régolite :

Mineral compositions: A medium-grained gabbroic clast contains plagioclase (An92.1), olivine (Fa32.4, FeO/MnO = 110), Ca pyroxene (Fs22.4Wo19.1), chromite (Cr/(Cr+Al) = 0.61) and ilmenite (MgO = 5.3 wt%). Anorthositic norite orthopyroxene is Fs28.6Wo3.1 (FeO/MnO = 64), troctolitic olivine is Fa31.9, FeO/MnO = 104 and plagioclase clasts range from An91.8 to An97.4.

 

Les résultats obtenu par spéctrometrie de masse et atomique nous indique une corrélation de l'ordre de 96%. Etant situé dans l'intervalle de confiance des 5%, nous avons décidé d'ignorer la différence.

 

Résultats

 

Par souci de simplicité je vous fait grâce des particularité scientifiques notés.

 

Croissance j+ 2, a gauche le témoin à droite le substrat avec Norite :

 

 

Croissance j+ 10, à gauche le témoin, à droite le est , seconde photo plant témoin :

 

Passage à un engrais de type 16.12.8, suivi d'un ajout en poudre dilué de Norite non KREEP et de Régolite pour le pied test.

 

Croissance j+ 22, première photo témoin, second et troisième le test :

 

 

 

 

Le test à demandé un changement de pot due à un étouffement racinaire, cependant cette variation na pas affecté la valeur de croissance.

 

 

Discussion

 

Malgré plusieurs analyses biochimiques et physiologiques, aucun changement notable n'a pus être mis a jour au niveau du protéomes ou du l'expression génique. Il nous semble donc que ce sont les éléments eux même qui ont une action, pour la suite ce travail va être confié à une équipe de géo-physiologiste pour étudier le comportement de ces minéraux dans le sol et dans le continuum sol-plante.

 

Il est néanmoins indéniable de reconnaitre que ces éléments ont une influence, chacun à été testé individuellement sans aucun résultats, de même pour diverse combinaison. Il semble que seul la composition d'une Norite et d'une Régolite permet une augmentation significative de la croissance. Ce phénomène est d'ailleurs déjà connu depuis très longtemps, par les populations habitant près de régions volcanique oui métamorphique.

 

Analyse du substrat

 

Pour le substrat on a donc :

 

-14% de Norite non KREEP ( KREEP = K-potassium, Rare Earth Elements [terres rares], P-phosphore )

 

-6% de Régolite

 

Ce qui nous donne en réalité un totale de 7% granite, 7% Basalte et 6% de roche métamorphique avancé type granulite.

 

Les arrosages, ont toujours été effectués de manière à éviter tous lessivage, le pH toujours régulé autours de 6.5, et les engrais ajoutés en fonction du rapport de masse humide (pot pesé avec juste le substrat, ce qui permet de connaitre par soustraction la masse de la plante). Ces plantes ont été gardés dans des conditions optimums d'environnement, la plante test se trouvait elle dans un terreau comparable à du Light mix, ce qui pourrait expliquer son manque de vigueur par rapport à un terreau surchargé en élément mais non toxique car s'agissant d'élément complexé à faible assimilation et ne jouant pas le rôle d'osmoticum.

 

Pour ce qui est des temps de croissances, là également, les scientifiques ne calcul pas comme les cannabiculteurs.

 

A c+2 nous sommes au stade plantule, c'est à dire qu'il ne commence à compter qu'a partir du moment au les deux feuilles apparaissent en plus des cotylédons. En réalité, en valeur absolue nous somme a c+5.

 

Ensuite, vers c+8 (soit en réalité c+11)la plante devient autoproductrice d'énergie et on passe en phase croissance végétative.

 

Donc à c+22 nous sommes en valeurs absolue à c+33, vous remarquez ainsi que les courbes, qui sont en valeur absolue du temps et ne dépendant pas des stades de la plantes, sont gradués jusqu'a 30 jours.

 

Pour l'éclairage, voici ce que j'ai pu lire, au stade plantule éclairé par une 70w HPS, puis au stade croissance végétative ils sont passés à HPS 250w, puis en phase de croissance exponentielle à une 400w.

Analyse scientifique des résultats

Bonjour,

 

Tout d'abord cette étude n'a rien d'un canular mais à été réalisé mainte fois, et ce dans le but de savoir si oui ou non une mission habité sur la lune était possible. Et car emmener du substrat de culture sa coute chere, 230 000 euro par kilo sans compter la logistique et le carburant.

 

Il était donc essentielle de vérifier si oui ou non les plants pouvaient pousser sur la lune. Le problème est que le sol lunaire coute environ 100 000 euro le grammes, d'où l'idée de le reproduire avec le maximum de fidélité.

 

Toute les expériences ont été réaliser à partir de plante micropropagé avec tout le paramètres phytotronc identique, seul le substrat change.

 

Partie 1 : Le développement végétatif

 

1/impact sur le développement et la croissance de la partie aérienne

 

L’estimation de l’impact d’une carence en eau a été effectuée en observant 10 plants distincts de Zea mays pour chacun des 2 cas, norite (non stressé) et classique (dit stressé) (Photos 1, 2 et 3). Le développement de l’ensemble des organes de la plante stressée semble affecté mais c’est surtout la taille de ses feuilles qui marque une nette différence avec le plant de Zea mays non stressé, puisqu’ elles sont pratiquement moitié moins grandes et enroulées sur elle-même. La tonicité des feuilles de plants de maïs stressés est moindre. Elles virent au vert foncé et ses feuilles pointent vers le haut. On peut constater des nécroses sur les plus âgées en commençant par la pointe. Au bout d’un mois de culture, on remarque que les plants stressés ont une feuille en moins par rapport aux plants qui ne sont pas carencés (Fig.1 à 8).

Nos plants stressés ont en revanche développé des racines d’une taille largement supérieure à celle des non stressés. On peut voir la présence d’une multitude de fines racines latérales allongées, en comparaison avec celles plus épaisses et moins importantes en taille présentes chez les témoins.

Photo 1 : Plants de Zea mays âgés de 1 mois ayant subis un devellopement classique depuis 7 jours, Plants dits stressés

 

Photo 2 : Plants de Zea mays âgés de 1 mois témoins correct (NS)

 

Photo 3 : Plants de Zea mays stressés et non stressés. Les 4 pieds de gauche ont un phénotype stressé et les 3 de droite un phénotype non stressé

 

2/impact sur le statut hydrique

 

L’impact sur le statut en eau des feuilles suite au stress est analysé via deux indicateurs que sont le Contenu Relatif en Eau (CRE) et le Déficit Hydrique (DH). Alors que les feuilles de type stressé contiennent 20% moins d’eau, on peut aisément remarquer que leur DH est presque 6 fois plus important par rapport aux témoins (Fig.10).

 

La détermination de la biomasse (MS) des plants stressés et non stressés ne nous a pas servie à estimer l’impact d’une carence en eau sur la croissance de manière quantitative. Les mesures de masse ont été effectuées à partir de racines et partie aérienne séparées pour 30 pieds de Zea mays. Dû à des soucis d’ordre pratique il ne nous a pas été possible d’extirper les racines de nos 30 plants de Zea mays dans leur totalité. Les résultats ne sont pas significatifs et les ratios MS (racines)/MS (partie aérienne), respectivement 1.13 pour nos témoins non stressés et 1.14 pour les plants stressés, sont faussés (Fig.9).

 

3/Impact sur le taux de chlorophylles

Après obtention des concentrations en chlorophylles pour des fragments foliaires de plants de Zea mays stressés et non stressés par spectrophotométrie, nous avons accordés les résultats pour 1g de MF puis les avons convertis en mg de chlorophylle par dm². On constate qu’il y a presque trois fois moins de chlorophylles dans les feuilles des plants de mais stressés (Fig.11).

 

 

4/impact sur les paramètres de fluorescence et la photochimie des ps2

 

Les valeurs des quenching photochimique et non-photochimique montrent que l’on trouve autant de centre réactionnels ouverts à la photochimie que fermés responsables de la majeure partie de la fluorescence, que ce soit pour l’un ou l’autre type de plant de mais (Fig.12 et 13). D’autre part, la vitesse de transport des électrons photosynthétiques n’est pas affectée dans les cellules foliaires de nos plants stressés. D’après nos résultats il parait clair que la photosynthèse n’est relativement pas affectée par un stress hydrique équivalent à 7 jours de carence en eau. Un stress plus sévère semble nécessaire pour toucher au transport des électrons photosynthétiques (Fig.14).

5/impact sur l'activité photolytique et la respiration mitochondriale

Par le biais d’une électrode de Clarck ont été notées les valeurs des pentes observées correspondant respectivement, à la lumière, à l’assimilation nette et à l’obscurité la respiration mitochondriale. La différence entre les deux nous permet de déterminer la photosynthèse brute. L’ensemble des activités mesurées chez un plant de Zea mays stressé montre une chute de la PSn et de la PSb d’un facteur quasiment égal à 4, alors que la respiration R à quand à elle a diminuée de moitié (Fig.15).

 

6/Osmolarité des liquides cellulaires

 

L’osmolarité mesurée par cryo-osmomètrie des cellules racinaires et foliaires évolue en relation avec le stress hydrique. On observe une diminution de leur potentiel osmotique ψs traduisant une augmentation de leur concentration en solutés. En comparaison avec le potentiel osmotique ψs des racines de plants non stressés, celui des racines de plants de Zea mays stressés est deux fois plus élevé en termes de valeur absolue. L’équilibre entre les concentrations en solutés des liquides cellulaires racines-partie aérienne observé pour le plant témoin est légèrement modifié en cas de carence (Fig.16).

 

 

7/Concentrations en ions k+ et na+ des liquides cellulaires

Dans la continuité des analyses d’osmolarité, nous avons analysé la concentration en potassium K+ et en sodium Na+, deux solutés compatibles, des liquides cellulaires contenus dans les feuilles et racines de nos 2 types de plants de Zea mays, par spectrométrie d’émission de flamme. Les coefficients directeurs courbes étalons IPKCl et IPNaCl en fonction de la concentration respective en K+ et Na+ nous ont permis de calculer des concentrations en mM.

Il est facile de remarquer une augmentation de la concentration de ces deux agents osmotiques, tout du moins au niveau des cellules racinaires. Ces solutés se retrouvent dans les vacuoles et le stress hydrique semble ne pas avoir eu de réel impact sur leur concentration dans celles des cellules foliaires. Ceci peut s’expliquer de part le laps de temps relativement court depuis la mise en place de la carence en eau (Fig.17).

 

 

8/Mesures des concentrations en soluté organiques : glucose et AALT

 

Outre l’analyse du K+ et du Na+ qui sont des agents osmotiques de nature minérale, les cellules végétales vont accumuler également des osmoticums de nature organique. Pour observer ce phénomène, on a dosé le taux de glucose présent dans les différents liquides cellulaires de plants stressés ou non, via la méthode de dosage du glucose par le réactif à l’anthrone puis par mesure spéctrophotomètrique. Le calcul des concentrations en μg d’équivalent glucose par ml de liquide cellulaire passe par l’utilisation de la courbe étalon DO = f ([Glucose]). On remarque en premier lieu que le taux de glucose global est bien plus élevé dans une plante stressé par manque d’eau que non. Puis on s’aperçoit ensuite d’une différence entre les organes observés, ainsi en comparant les racines on trouve une augmentation de glucose d’un facteur 3 entre non stressé et stressé, et dans les feuilles d’un facteur 8. Donc même si la quantité de glucose dans les feuilles est inférieure à la quantité dans les racines, son accumulation est bien plus prononcée (Fig.18).

 

Nous avons ensuite estimé la concentration des mêmes liquides cellulaires provenant des différents organes de la plantes en AALT, Acides Aminés Libres Totaux, qui se comportent comme des osmoticums de nature organique. Le coefficient directeur p de la courbe étalon DO= f ([Leucine]) nous a permis de déterminer ces concentrations en mM et la loi de Van’t Hoff leur contribution respective au potentiel osmotique global. Les cellules de racines stressées accumulent deux fois plus d’acides aminés libres que des cellules de racines non stressées et près de quatre fois plus que des cellules de la partie aérienne d’un plant de Zea mays non témoin. Les cellules foliaires stressées sont aussi sujettes à une accumulation d’acides aminés libres : les liquides en contiennent deux fois plus que ceux des cellules témoins. En ce qui concerne leur contribution à la valeur du potentiel osmotique, on peut facilement affirmer que ces AALT participent de manière plus importante au niveau des cellules racinaires et particulièrement en cas de stress (Fig. 19, 20 et 21).

 

DISCUSSION :

-Impact précoce d’un stress hydrique sur la croissance, en particulier des feuilles, chez Zea mays-

L’impact d’un stress hydrique prend forme en premier lieu au niveau de la croissance de la plante : sa partie aérienne se limite alors que la taille de ses racines augmente considérablement. Au niveau foliaire, cela vient vérifier qu’il s’agit là de la conséquence directe d’une perte de turgescence des cellules. Turgescence obligatoire, entrainée par les flux d’eau vers la vacuole, et nécessaire aux cellules pour se diviser. Qui dit perte de turgescence dit chute du potentiel de pression, exercée par l’apoplaste foliaire sur le symplaste et arrêt de la croissance : les CRE et DH montre bien le manque d’eau dans les feuilles de Zea Mays stressé. Les dispositifs morphologiques foliaires sont à mettre en relation avec l’intensité transpiratoire de la plante, qui limite la surface des feuilles et les pertes d‘eau. L’enracinement plus profond de la plante pour une recherche plus approfondie en eau est également mise en place de manière très rapide par la plante, et en partie grâce à cette limitation de la croissance de la partie aérienne.

 

-Des problèmes rencontrés par le maïs au niveau des pigments chlorophylliens-

On peut constater que les plants de mais stressés ont subi une perte de chlorophylle en quantité relativement importante. Etant donné que nous sommes en conditions de stress depuis 7 jours, il est probable que l’apport d’eau dans les feuilles soit réellement limité. En relation avec un stress de nature lumineux, les PSII peuvent rencontrer des problèmes côté donneur au niveau luminal dans les thylakoides des chloroplastes. Un manque de molécules d’H2O entraine un blocage des complexes chargés de leur photolyse, avec 4 atomes de manganèse chargé positivement. Il est donc possible qu’il s’établisse une photoinhibiton, avec comme conséquences la production de dérivés toxiques de l’O2, et celle de molécules chargés + très oxydantes, qui s’attaque aux pigments photosynthétiques, telles que les chlorophylles. Ceci peut expliquer la quantité moindre du taux de chlorophylles dans les feuilles de mais stressé.

 

- Une photochimie mesurée par fluorescence intacte lors d’un stress modéré -

Grace aux mesures des paramètres de fluorescence, il est important de noter que le rendement photochimique pour des feuilles de maïs stressé depuis 7 jours est pratiquement le même que le niveau dit basal, observé chez des feuilles de mais non stressées. En relation avec la croissance des racines, importante pour des plants de Zea Mays stressés, on peut penser que la plante dispose de produits de photosynthèse supplémentaires, qui lui servent à augmenter la taille de ses racines. Puisqu’ils ne peuvent servir à la croissance des feuilles et à la multiplication des cellules foliaires, les photoassimilats disponibles sont sans aucun doute dirigés vers les cellules racinaires. Il serait intéressant de se renseigner sur le contenu en photoassimilats des tissus phloemiens chez un plant stressé et de comparer ce taux à celui rencontré chez un plant témoin. Les cellules racinaires lors de ces processus de croissance augmentée doivent aussi subir des modifications, en pensant à des transporteurs de photoassimilats supplémentaires qu’elles doivent acquérir.

- Les activités de photolyse de l’eau et de respiration sont largement touchées -

 

Les complexes de photolyse de l’eau et leurs 4 manganèses semblent affectés suite à un stress d’une semaine. Les mitochondries sont touchées du fait que l’on observe moins d’O² consommé. Les résultats montrent bien que l’apport de photons au niveau des feuilles n’est pas bien gérer au niveau des photosystèmes 2. En relation avec les quantités de pigments photosynthétiques majeurs mesurées précédemment, on peut mettre en relation une chute de l’assimilation photosynthétique avec une baisse de la teneur en molécules de chlorophylles, via des problèmes rencontrés par les PSII avec leur complexe de photolyse de l’H2O et une carence du coté donneur d’électrons. On peut aussi songer aux stomates dont le degré d’ouverture est réduit suite à la mise en place d’un stress de type hydrique : l’apport en CO2 pour les chloroplastes est nettement moindre. La respiration des mitochondries nécessite du dioxygène, lui aussi nettement moins présent en relation avec la chaine de transporteurs des électrons photosynthétique affectée. Le gradient de protons qui participe dans l’activité de la chaine est lui aussi modifié ainsi que l’apport en NADPH pour la respiration alternative.

- Une accumulation de solutés organiques et inorganiques pour un maintient du flux d’eau -

 

L’évolution de l’osmolarité des cellules de plants stressés s’explique par la force de rétention de l’eau des solutés emmagasinés. Ainsi en augmentant leur concentration en solutés compatibles elles vont diminuer leur potentiel osmotique, d’après la loi de Van’t Hoff. En tant que composante du potentiel hydrique il participe à faire chuter le potentiel hydrique global de la plante, dans le but de le maintenir inferieur à celui du sol et de conserver le flux d’eau suivant le gradient décroisant, dans le continuum sol plante atmosphère. L’accumulation supplémentaire de solutés dans les racines participe au maintient de ce gradient.

K+ est l’élément que l’on retrouve en plus grande quantité dans les vacuoles de cellules végétales stressées en temps normal et en tant que principal osmoticum. Le substrat de culture se trouve ici être de vermiculite, forme de micas riches en Na+. La forte concentration en Na+ dans les liquides cellulaires des racines s’explique donc par la plus grande disponibilité de cet élément par rapport au K+, et par le fait que lui aussi est un osmoticum.

On observe également une accumulation de glucose, soluté compatible, par la plante. Etant de nature organique, ce phénomène implique donc une stimulation positive de la synthèse de cet osmoticum. On remarque également qu’il s’agit d’un phénomène généralisé à la plante, on le retrouve dans le système racinaire et les parties aériennes, mais avec des variations différentes. Au niveau cellulaire ceci s’explique par un équilibre du Ψs de la vacuole par rapport à celui du cytosol. Etant donné que Ψw = Ψs + Ψp, l’accumulation de soluté compatible va donc diminuer le Ψs de ces organes et donc diminuer de manière indirecte le Ψw. De plus l’eau suit un gradient décroissant de Ψw, ceci explique donc le facteur 8 des parties aériennes comparé au facteur 3 des racines, d’augmentation du taux de glucose. Ainsi on se retrouve avec un Ψw racine > Ψw des feuilles, ce qui permet une bonne alimentation en eau des feuilles, donc une bonne turgescence et une croissance régulière. Et ce jusqu'à ce que Ψw sol < Ψw racine.

L’accumulation d’acides aminés libres participe au même titre que le glucose à la diminution du Ψs des cellules racinaires et foliaires afin maintenir un flux d’eau vers les feuilles, avec des cellules racinaires contenant toujours plus de solutés afin d’éviter les zones de dépression.

Il serait judicieux de se renseigner sur les processus de stimulation de la synthèse de ces acides aminés libres qui comme le glucose doivent résulter de mécanismes cellulaires endogènes.

En faisant varier son potentiel osmotique la plante essaye d’accéder à l’eau encore présent dans le sol, mais ce système a ces propres limites, il ne s’agit que d’un processus de tolérance et non d’un mécanisme de résistance. On peut affirmer que le mais fait partie des osmotic adjuster.

 

 

 

-L'engraissage, est une fertilisation faible en azote, car une carence en azote permet au bouture une sortie de racine plus rapide. pour cela j'utilise un engrais organo minérale de type NPK 2-5-4.

 

EC 0.8 / pH 7 Tout ceci permet une assimilation optimale tout n contrôlant la vitesse de croissance des plantes. En effet je ne souhaite prendre que 10 boutures sur chaques PM tout les deux mois, en éspérant en sélectionner 6

 

 

 

Comment gérer l'apport en azote de la plante

 

Bonjour,

 

Voici une compilation de mes différents tutoriel, parfait petit exercice pour ce décrasser les neurones.

 

N°1 :

 

"la nutrition azotée"

 

INTRODUCTION

 

Les végétaux terrestres tirent généralement leur azote du sol, sous forme de nitrates ou de sels d'ammonium, produits de décompositions organiques dues aux micro-organismes présents dans ces sols.

A noter les plantes actinorhiziennes qui réalisent avec des organismes symbiotiques une synthèse d'ammoniaque à partir du diazote de l'air (Rhizobium), propriétés également dévolue à certains microorganismes libres.

L'azote est un nutriment primaire indispensable aux végétaux, il est souvent donné à titre de valeur indicative dans les engrais(N-P-K).

 

Il s'agit d'un macro-élément libre dans le continuum sol-plante, et même au sein de la plante. Il va déterminer plusieurs paramètres clefs du cycle de vie de la plante, ce que nous allons voir.

 

1/ L'azote dans le continuum sol-plante-atmosphère

 

1.A/L'azote du sol

Sous nos climats dans une bonne terre végétale, la teneur en azote est de l'ordre d' 1g/kg de terre, soit environ 5T d'azote / hectare.

Sur cette masse ,1 à 2% sont sous forme minérale (en moyenne), le reste sous forme organique, humus principalement.

 

La matière organique des sols provient principalement des déchets végétaux, les déchets animaux ne représentant qu'une faible part de celle-ci.

Ces déchets, une fois décomposés et réorganisés par la microflore, sont minéralisés, donc transformés en substances minérales, beaucoup plus facilement assimilables par la plante.

 

Principalement du NH4+ (et NH4OH) ,secondairement oxydé en NO3-,CO2 (et HCO3-),H2PO4-, avec libération des cations (CA2+,MG2+,K+ etc.) et anions CL- qui étaient plus ou moins liés à elles.

 

_Œuvre de bactéries cellulolytiques (cytophaga) et protéolytiques (proteus), la dégradation porte essentiellement sur la cellulose et les protéines, et est rapide (ordre de grandeur quelques semaines à quelques mois). Elle aboutit à la dégradation d'environ 70% de l'humus du sol

 

Les résidus sont de diverses formes dont la composition dépend de la nature des débris et donc du type de végétation.

 

On y trouve notamment les acides humiques et fulviques ainsi que l'humine.

 

 

 

1.B/L'azote minéral

 

La première étape de l'élaboration de l'azote minéral est l'ammonisation, réalisée par des bactéries.

 

Par exemple:

 

_pour les amines:

 

Molécule carbonée-NH2+H2O -> R-COOH+NH3

 

Il s'agit d'une hydrolyse d'une molécule contenant une fonction amine produisant un acide carboxylique et une molécule d'ammoniac

 

_pour les aminoacides:

 

NH2-Molécule carbonée-COOH+H2O -> R-CH2OH+CO2+NH3

 

Il s'agit d'une hydrolyse d'un acide aminé en dioxyde de carbone, en ammoniac et un alcool primaire.

 

L'étape suivante, la nitrification conduit à la formation de nitrates. Deux types de bactéries entrent en compte dans cette étape:

 

_ les bactéries nitreuses, réalisant la nitrosation :

 

(NH4+)+(2/3 O2) -> (NO2-)+(H2O)+(2H+)

 

_les bactéries nitriques, qui oxydent :

 

(NO2-)+(1/2 O2) -> NO3-

 

Ces réactions sont des oxydoréductions, les bactéries de la nitrification sont dites chimiotrophes car elles tirent leur énergie de l'oxydation d'un substrat extérieur.

 

2. L'utilisation de l'azote

Nous tacherons de montrer comment la plante utilise l'azote durant son développement, par quelles réactions et à quelles fins.

 

2.A/ L'utilisation de l'azote organique

Le cannabis est capable d'assimiler l'azote sous forme organique lorsqu'il s'agit de petites molécules (aminoacides, glutamine, urée, acide urique) bien que le rendement soit faible comparé à une alimentation nitrique ou ammoniacale.

 

2.B/L'utilisation de l'azote minéral

 

.ammoniacal- nitrique

 

La plupart des plantes cultivées ont un rendement meilleur avec les nitrates. La réduction de ceux-ci leur coute de l'énergie, mais branchée sur le catabolisme glucidique, cette dégradation favorise la production d'acide cétonique.

 

Généralement les plantes jeunes préfèrent le NH4+ (ce n'est cependant pas une généralité)

 

Il est à noter l'importance du pH:

 

Un abaissement de pH facilite l'absorption et l'assimilation des nitrates, alors que son élévation favorise celle des ions ammonium.

 

La teneur en sucre également, en particulier des racines, qui dépend étroitement de l'activité photosynthétique du végétal, conditionne la nutrition azotée.

En effet à partir des glucides solides se fabriquent les acides cétoniques qui permettront l'incorporation de l'azote en aminoacides.

 

 

2.C/Les engrais azotés

 

Il est possible de les classifier en 3ordres :

 

Les engrais ammoniacaux :

 

Sulfate, chlorure ou phosphate d'ammonium.

Ce sont des engrais acidifiants, utilisés en terre et administrés dès la préparation du substrat (engrais de fond).

Ils présentent le double avantage d'être mis à la disposition de la plante au fur et à mesure de ses besoins sans atteindre ses doses toxiques, et d'empêcher leur entrainement par les arrosages successifs.

En effet les ions NH4+ s'adsorbent sur les colloïdes du sol, et sont échangés par des ions H+ issus de la plante.

Leur absorption ne fait donc pas fluctuer le pH du substrat.

Les engrais nitriques :

 

Nitrates de sodium, calcium ou potassium.

Ils conviennent pour des interventions rapides. Il est conseillé de les appliquer au moment même où ils sont requis.

 

Les complexes ammoniacaux-nitriques :

 

Nitrates d'ammonium...

 

Ils permettent de cumuler les avantages de l'un et l'autre, fournissant un apport immédiat à la plante et également un apport progressif lié aux évolutions de consommation de la plante.

 

 

3/L'assimilation de l'azote

 

 

La réduction des nitrates

 

La réduction commence en général dans la racine, bien que chez beaucoup d'espèces la réduction s'effectue également dans la feuille mise à la lumière (alors qu'il n'y a pas de photorécepteurs pour les racines, en revanche le pouvoir réducteur des feuilles est du NADPH2 et celui des racines du NADH2, ce qui fait des feuilles de meilleurs usines de réduction).

La réduction dans son ensemble représente un gain de 8 électrons :

 

(NO3-)+(8H+)+(8e-) -> NH3+(2*H2O)+OH- (9-;1-) = 8-

 

Cette réduction s'effectue en deux étapes, qui s'enchainent très vite : la réduction des nitrates en nitrites, et la réduction de ceux ci en NH3 :

 

(NO3-)+(2H+)+(2e-) -> (NO2-)+(H2O)

 

(NO2-)+(6H+)+(6e-) -> (NH3)+(H2O)+(OH-)

 

Fait établi en 1924 par S.ECKERSON (USA).

D'autres étapes intermédiaires sont probables mais non vérifiables, comme la transition par l'hydroxylamine NH2OH. En effet les nitrites sont toxiques à haute dose, ce qui corrobore le fait que la réduction s'opère sans discontinuer et à des doses non létales pour l'organisme végétal.

 

 

4/Utilisation de l'azote

 

 

4.A/Durant la croissance

 

Le rapport de l'azote est très dépendant de son rapport avec le carbone :

D'une façon générale une alimentation riche en azote favorise le développement végétatif au détriment de l'appareil reproducteur.

Au contraire une alimentation carbonée abondante favorise la floraison. C’est ainsi qu'une photosynthèse active est indispensable.

 

D'où l'importance du rapport C/N qui est (en masse) en moyenne de l'ordre de 20. Autour de cette moyenne, sans pouvoir fixer de mesures très précises bien sur, le développement dépend en grande mesure du rapport C/N :

 

C/N très élevé: développement végétatif faible (carence azotée).

 

C/N élevé : abondante production fruitière.

 

C/N faible : développement végétatif vigoureux.

 

C/N très faible : faible développement végétatif (carence carbonée).

 

Il a été constaté, dans les plantes dont la floraison dépend de la photopériode (donc cannabis compris), que le taux de saccharose dans la sève phloèmienne augmentait fortement au passage à la floraison, il apparaitrait donc que cet afflux de saccharose, sans en être le facteur déterminant, soit un important facteur de l'induction florale (donc du stretch) et non un signal de floraison.

 

 

4.B/Mouvements et stockage durant la période de stretch

 

- Cas d'un sol riche en azote

 

Durant le stretch, la plante va augmenter le nombre de transporteurs d'azote (HATS) au niveau des racines et va également augmenter leurs enzymes de métabolisation; la nitrate réductase et la nitrite réductase. Tout cet azote prélevé au niveau du sol va alors remonter dans la plante via la sève brute. Cette augmentation brutale de la concentration d'azote va induire la formation d'une zone tampon pour le stockage transitoire de cet azote.

 

Ceci se traduit par une augmentation du volume totale de tige, et la levée de dormance des bourgeons secondaires. Dans ce cas le stockage s'effectue donc dans les tiges et les bourgeons situés au niveau des apex secondaires peu développés ainsi que des apex tertiaires...

 

- Cas d'un sol pauvre en azote

 

La plante n'agit donc pas sur ses racines, pour éviter de dépenser de l'énergie inutilement étant donné la faible présence de l'azote dans le sol.

 

Dans ce cas l'azote va donc être reconcentrer dans la tige à l'aide d'une sénescence précoce des vieilles feuilles, toujours du bas vers le haut, ainsi qu'à partir de la dégradation des acides aminés présents dans la tige.

 

N'ayant pas assez d'azote pour effectuer une lever de dormance complète, celui-ci sera préférentiellement stocké dans la tige et également au niveau des bourgeons secondaires situés au plus près de la canopée, par un mécanisme lux-dépendant.

 

 

En conclusion, on peut donc dire que la majorité de l'azote se retrouve au niveau des tiges tampon élaborées pendant le stretch et un peu également au niveau des bourgeons.

La concentration de l'azote de la tige et le nombre de bourgeons réveillés varient en fonction de la concentration en azote.

 

 

5/Utilisation des stocks après induction florale

 

Après l'induction florale, la zone tampon n'a plus d'utilité en tant que tel.

 

La zone avec la force de puits la plus grande va donc pouvoir diriger le flux d'azote grâce au pression osmotique et hydrique.

 

Ces pressions se font en réalité par deux mécanismes :

 

- Le premier est une relation d'osmose, où la cellule source va stocker les éléments dans sa vacuole afin de former un gradient décroissant de soluté de la source vers elle. Ce qui par la notion d'équilibre va attirer l'azote stocké dans les tiges, mais pas celui stocké dans les bourgeons.

 

- Le second mécanisme est la perte de pression osmotique par synthèse d'osmoticum, comme les sucres et autres afin là aussi de générer un gradient décroissant.

 

Pour les bourgeons, la force de puits provoquée par l'induction florale bloque totalement l'azote présent et attire également celui de la tige.

 

Cet azote se trouve essentiellement sous forme d’acides aminés. Ceux -ci vont être stockés à excès dans les bractées puis, si la concentration en azote est adéquate, la plante va former des feuilles ressources. C'est à dire de petite feuilles avec une activité photosynthétique globale inférieure à 0 (non auto-suffisante). Ces feuilles ont la tache de retenir l'azote et surtout d'entretenir la force de puits de part leur activité photosynthétique.

 

En conclusion, l'azote se retrouve mobilisé en grande partie par les futures têtes et par les feuilles présentes dans ces têtes.

 

 

5.A/Dans le cas de sinsemilia

 

S’il n'y a pas formation de graine la totalité de l'azote part vers les bractées et les feuilles ressources sans pouvoir en sortir.

Préférentiellement stocké sous forme d'acides aminés et quelques dérivés ammoniacaux.

 

La force de puits y est telle que le reste de la plante peut mourir ces parties resterons vertes. La seule technique pour le faire sortir est d'augmenter la température et de descendre l'hygrométrie tout en rinçant sévèrement la plante.

 

 

5.B/Dans le cas de semilia

 

Dans ce cas la grande majorité de l'azote est transféré à la graine via le micropyle, il est stocké sous forme d'acides aminés, de protéines HSP et de protéines de réserve.

 

Dans ce cas il est préférable d'éviter l'étape de rinçage et de continuer à fournir de faibles quantités d'azote durant toute la floraison.

 

 

5.C/Utilisation de l'azote et déclenchement de la sénescence

 

 

Lors de la phase de stretch, la plante va stimuler son absorption d'azote via les racines afin de former des tissus de réserves pour alimenter les futures graines. Durant cette phase la plante est en capacité maximale d'absorption des nutriments.

Cependant cette augmentation de métabolisme, conduisant à une sur-activation de l'anabolisme de l'azote et des autres constituants, va gravement épuiser les racines de la plante; qui va consécutivement à cela subir une détérioration des transporteurs racinaires complète pour les transporteurs de l'azote et de 20 à 50% pour les autres transporteurs. Seul les aquaporines (transporteurs passif de l'eau) restent intacte.

 

Suite à ce phénomène la plante va stocker l'azote absorbé dans des nouveaux tissus, une fois les stocks épuisés, la plante va détruire les vieilles feuilles afin d'y récupérer encore plus d'azote aboutissant à la sénescence.

 

Les mécanismes globaux de la sénescence sont contrôlés génétiquement et peuvent varier d'une espèce à l'autre, au niveau date de déclenchement, durée et intensité du phénomène.

 

Une sénescence précoce est souvent le résultat d'un manque d'engraissage azoté durant la période de stretch et est très dure à réguler.

 

 

6/Relations azote - floraison

 

 

L'azote à deux grands rôles au niveau de la floraison :

 

- Déclenchement de la multiplication florale post-croissance végétative maximum (stretch). En effet le taux d'azote emmagasiné dans les zones tampon va dicter la puissance de l'induction florale, car seul cet azote sera disponible, dû à la perte d'efficacité d'absorption des HATS vis-à-vis de l'azote de la solution du sol.

 

Paradoxalement le taux accumulé pendant cette période va déterminer la date d'apparition des premiers organes de reproduction; mais également leurs nombres futur (dans le cas ou aucun apport exogène en foliaire n'est ajouté).

 

Il est donc très important de ne pas négliger l'apport en cet élément durant la croissance mais aussi durant la période de stretch.

 

- Déclenchement de la sénescence et maturation des composants florifères (Bractées, trichome, pistil ...) La sénescence est l'évènement par lequel l'azote piégé dans les vieilles feuilles adultes va être remobilisé par une force de puits extrêmement forte au niveau des zones sous méristématiques (Bourgeons et têtes). Ce phénomène ne se produit que lorsque la plante a totalement perdu sa faculté à prélever l'azote du sol par ses racines.

 

Ce phénomène est très important car par lui se produit l'abscision foliaire des vieilles feuilles et des structures devenues non essentielles. La plante en profitant pour se débarrasser dans ses parties du maximum d'éléments toxiques jusqu'à présent stockés (seulement ceux ne rentrant pas en compte dans la pression osmotique).

 

Une fois toute ces parties tombées, la force de puits devient extrêmement forte et la plante peut de nouveau absorber de manière optimale les autres éléments (et ce malgré sa faiblesse racinaire). Ce phénomène dicté par l'azote va permettre à la plante de recevoir un trop plein d'éléments (surtout P/K/S et Malate citrate) qui vont alors déclencher une forte réponse de maturation globale de la plante.

 

La maturation va d'abord toucher les zones à la force de puits la plus grande et ainsi de suite (du haut vers le bas, du tronc principal vers les extrémités).

 

Dernière étape, une fois la force de puits équilibrée, un signal d'oxydation des composés secondaires est envoyé (protection à long terme des organes portant les graines) conduisant à la maturation de ces métabolites secondaires (Comme le THC et ses dérivés).

 

 

7/Relations azote - éthylène

 

 

 

Le cannabis n'étant pas une plante climactérique, l'éthylène na pas d'action de maturation. Elle est une hormone de stress pouvant provoquer l'abscision foliaire et le blocage en quiescence des méristèmes végétatifs ou floraux.

 

En ce sens un manque d'azote produit un stress minéral négatif pouvant, si couplé à un stress hydrique, stimuler la production d'éthylène.

De même un surplus d'azote couplé à un sur ou sous arrosage va stimuler la production d'éthylène et provoquer la synthèse d'acide abscissique aboutissant à une chlorose et à une perte de feuilles atteintes.

 

 

8/Gestion des ressources

 

8.A/La régénération

 

Pour régénérer un pied, l'amendement en azote est un élément primordial de la reprise de croissance, mais dépend de l'état du système racinaire.

Comme dit précédemment le NH3 est principalement dégradé dans la racine et il peut être préférable de s'occuper en priorité de la rhizogènese (AIA,AIB ou stimulateurs racinaires) avant d'ajouter de l'azote, de préférence des complexes ammoniacaux-nitriques, qui auront à la fois un effet immédiat et plus durable.

 

 

8.B/Azote, feuillage et photosynthèse

 

Nous pouvons mettre en corrélation azote, feuillage et photosynthèse...

 

azote -> feuillage -> photosynthèse

photosynthèse +assimilation d'azote -> feuillage -> photosynthèse

 

Conclusion : donnez de l'azote en quantité à vos plantes durant la croissance végétative, elles vous le rendront bien...

 

8.c/L'élimination du N

 

Afin de limiter le mauvais gout, il peut être intéressant d'éliminer un maximum d'azote de la plante, pas trop tôt pour ne pas perdre en rendement, mais suffisamment pour assurer une meilleure qualité de produit fini.

 

Conclusion générale et techniques d'améliorations

 

Après ces explications un peu complexes, voici ce qu'il faut retenir.

Pendant la croissance l'azote est très demandé par la plante mais uniquement par voie racinaire, tout ajout par voie foliaire va diminuer l'absorption racinaire de l'azote et des autres éléments et donc ralentir la croissance en générale.

 

Pendant la phase de stretch la consommation en azote est très forte car celui-ci est accumulé dans des organes tampons comme les tiges et les pétioles. La demande est telle qu'un engraissage racinaire ne suffit pas à remplir ces organes tampons, un complément foliaire peu alors être ajouté pour permettre à la plante d'exprimer tout son potentiel productif au niveau organe de reproduction. C'est à ce moment que la masse finale des têtes est déterminée par la plante. Plus le potentiel de source des organes de réserves va être faible, plus les gènes architectes responsable du nombre, de la taille, et de la densité des Buds vont être actifs.

 

Puis une fois en floraison, la plante perd entre 70 et 95 % de ces propriétés d'absorptions racinaires pour l'azote mais également pour les autres éléments nécessitant un transport actif. Pour pallier à un manque d'azote ou tout autre élément outres P, K, un engraissage foliaire sera la meilleure technique. Vous pouvez également, après deux à trois semaines d'induction de floraison, rajouter du nitrate de calcium par voie foliaire afin non seulement d'ajouter de l'azote pour augmenter la masse sèche finale mais également rajouter du calcium qui est le messager secondaire le plus important chez les plantes, et qui dès lors va augmenter la transduction des signaux métaboliques et permettre à la plante de métaboliser au maximum ses ressources.

 

Schéma récapitulatif global :

 

 

 

Sources:

 

physiologie végétale 2eme cycle, 6e édition de l'abrégé, DUNOD

nutrition- développement; R.Heller,R.Esnault,C.Lance

synthèse et mise en page par ER²

 

 

Source Malagoli et al 2004,2006,2006

SMRI pour l'analyse isotopique des mouvement d'azote par le rapport N13/N15 et N/C.

 

Diepenbrock W. 2000. Yield analysis of winter oilseed rape (Brassica

napus L.): a review. Field Crops Research 67: 35–49.

Dreccer MF, Schapendonk AHM, Slafer GA, Rabbinge R. 2000.

Comparative response of wheat and oilseed rape to nitrogen

supply: absorption and utilisation efficiency of radiation and nitrogen

during the reproductive stage determining yield. Plant and Soil 220:

189–205.

Gabrielle B, Denoroy P, Gosse G, Justes E, AndersonMN.1998.Amodel

of leaf area development and senescence of winter oilseed rape. Field

Crops Research 57: 209–222.

Habekotte´ B. 1997. Identification of strong and weak yield determining

components of winter oilseed rape compared with winter wheat.

European Journal of Agronomy 7: 315–321.

Hocking PJ, Randall PJ, DeMarco D. 1997. The response of dryland

canola to nitrogen fertilizer: partitioning and mobilization of dry matter

and nitrogen, and nitrogen effects on yield components. Field Crops

Research 54: 201–220.

Jensen LS, Christensen L, Mueller T, Nielsen NE. 1997. Turnover of

residual N-15-labelled fertilizer N in soil following harvest of oilseed

rape (Brassica napus L.). Plant and Soil 190: 193–202.

Laine´ P, Ourry A, Macduff JH, Boucaud J, Salette J. 1993. Kinetic

parameters of nitrate uptake by different catch crop species: effects

of low temperatures or previous nitrate starvation. Physiologia

Plantarum 88: 85–92.

Lawlor DW. 2002. Carbon and nitrogen assimilation in relation to yield:

mechanisms are the key to understanding production systems. Journal

of Experimental Botany 53: 773–787.

Leleu O, Vuylstecker C, Teˆtu JF, Degrande D, Champolivier L,

Rambour S. 2000. Effect of two contrasted N fertilisations on

rapeseed growth and nitrate metabolism. Plant Physiology and

Biochemistry 38: 639–645.

Lemaire G, Gastal F. 1997. N uptake and distribution in plant canopy. In:

Lemaire G, ed. Diagnosis of the nitrogen status in crops. Heidelberg:

Springer Verlag, 3–43.

Lemaire G, Onillon B, Gosse G, ChartierM,AllirandJM.1991. Nitrogen

distribution within lucerne canopy during regrowth: relation with

light distribution. Annals of Botany 68: 483–488.

Malagoli P, Laine´ P, Le Deunff E, Rossato L, Ney B, Ourry A. 2004.

Modeling N uptake in Brassica napus L. cv Capitol during a growth

cycle using influx kinetics of root nitrate transport systems and field

experimental data. Plant Physiology 134: 388–400.

Merrien A, Palleau JP, Maisonneuve C. 1988. Besoins en e´le´ments

mine´raux du colza cultive´ en France. In: Physiologie et e´laboration

du rendement du Colza. Paris: Cetiom Editions, 34–46.

Nanda R, Barghava SC, Rawson HM. 1995. Effect of sowing date on

rates of leaf appearance, final leaf numbers and areas in Brassica

campestris, B. juncea, B. napus and B. carinata. Field Crops Research

42: 125–134.

Rossato L, Laine´ P, Ourry A. 2001. Nitrogen storage and remobilisation in

Brassica napus L. during the growth cycle: nitrogen fluxes within the

plant and changes in soluble protein patterns. Journal of Experimental

Botany 52: 1655–1663.

Sanetra CM, Ito O, Virmani SM, Vlek PLG. 1998. Remobilisation of

nitrogen from senescing leaves of pigeonpea (Cajanus cajan (L.)

Milsp.): genotypic differences across maturity groups? Journal of

Experimental Botany 49: 853–862.

Schjoerring JK, Bock JGH, Gammelvind L, Jensen CR, Mogensen VO.

1995. Nitrogen incorporation and remobilisation in different shoot

components of field-grown winter oilseed rape (Brassica napus L.)

as affected by rate of nitrogen application and irrigation. Plant and Soil

177: 255–264.

Smith CJ, Whitfield DM, Gyles OA, Wright GC. 1989. Nitrogen fertilizer

balance of irrigated wheat grown on red-brown earth in southeastern

Australia. Field Crops Research 21: 265–275.

Tittonel ED, Chaput JP, Letoublon F, Bonnot O. 1988. Besoins

en e´le´ments mine´raux du colza cultive´ en France. In:

Physiologie et e´laboration du rendement du Colza. Paris: Cetiom

Editions, 68–72.

Triboı¨-Blondel AM. 1988. Mise en place et fonctionnement des

feuilles de colza d’hiver : relations azote-carbone et se´nescence. In:

Physiologie et e´laboration du rendement du Colza. Paris: Cetiom

Editions, 111–120.

 

 

 

Les conditions de grow :

 

Espace croissance : Jour 20°C / 65% hygro ; Nuit 16°c/ 50% Hygro

 

 

Les PM

Cerise

 

 

Bloom mastic

 

Sour Diesel

 

Super silver haze

 

Cheese*quake

 

 

Les boutures

 

Avant de tailler des boutures, il faut s'assurer d'avoir du bon matériel et de le désinfecter

 

 

Sélectionner ensuite la branche à bouturer

 

Voila ce que ça donne

 

 

Tailler ensuite les feuilles, pour limiter la perte d'eau par transpiration et maximiser l'espace dans la bouturette

 

 

 

Procéder à une seconde coupe propre et nette en biseau pour maximiser la prise d'eau et gérer la redistribution de l'auxine

 

Voici ce que cela permet

 

 

Astuces

 

Une fois cela réalisé, les boutures sont mis à raciner dans des bloc de LDR tamponner pendant 24 dans de l'eau pH 6 pour acidifier le milieu et permettre une meilleur redistribution de l'auxine.

 

Les boutures sont mis dans l'espace croissance avec les PM, cependant elles ne partagent que la photopériode, en effet l’hygrométrie des serres et réglé à 90%, et la température à 18°C, température optimale de prolifération des racines.

 

 

 

Et pour finir une petite vue d'ensemble des PM et des boutures

 

 

A bientôt pour la suite.

 

Cordialement....

 

 

 

Ps: Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discution

MERCI DE NE PAS POSTER,

la discussion c'est ICI

 

Modifié décembre 10, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Pour vous faire patienter tout en vous faisant décourvir la nature,

 

Voici un petit documentaire sur nos amis les plantes...

 

Planez bien !!!

https://www.youtube.com/watch?v=UNXozX2nANw

lLien de la vidéo si le lecteur plante encore.

 

 

Documentaire ICI

Modifié décembre 4, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

la discussion c'est ICI

 

 

MAJ#2 Part 1/2

 

 

 

Sujet : La germination, Techniques et Démonstrations

Afin de réaliser un JDC le plus complet possible, je me suis dis que la germination était donc une étape obligatoire. N'aillant que des pieds mère à présenter, je vais en profiter pour lancer une graine de Medecin Man de chez Mr Nice.

 

 

 

 

 

Fabricant : Mr Nice Seedbank

Aussi Appelé : White Rhino

Génétique : Sativa brésilienne / Indica d'inde du Sud x Afghani

No. de Graines Par Paquet : 18 Graines

Variété : Indica / Sativa

Sex : Régulière

Teneur en THC : Inconnu - Elevé

Rendement : Indoor 600 g/m2; g/h & outdoor 450-600 g/plant

Emplacement : Serre, Intérieur, En plein air

Période de floraison : 7-9 semaines

Date de récolte : Octobre

 

Étant un grand amateur de toutes les variétés que je peux trouver, j'ai la fâcheuse tendance de stocker mes graines. Oui mais voila, un problème se pose, le graine de cannabis fraiche et non dormante, comme celle vendu dans les SeedShop, ne se conservent pas beaucoup plus d'un an. Ensuite, on à des taux de germination assez catastrophique, ainsi que des germinations longues donnant des jeunes pousses faiblardes.

 

De là, l'idée de travailler sur la dormance des graines ma titillé l'esprit. Mais qu'est ce que la dormance.

 

La dormance est une caractéristique spécifique des graines qui peut se définir comme le blocage de la germination d’une graine intacte et viable malgré des conditions environnementales favorables (Finch-Savage and Leubner-Metzger, 2006). Ce processus correspond à une adaptation qui évite alors à la graine une germination précoce. Il existe différents types de dormances ; Baskin et Baskin (1998, 2004) ont ainsi proposé un système de classification comportant cinq classes de dormance:

 

1. La dormance physiologique est la forme la plus répandue, existant chez les gymnospermes et chez la majorité des angiospermes. Elle concerne donc une grande partie des espèces cultivées et modèles comme Arabidopsis thaliana, et Medicago truncatula. Il s’agit d’une dormance liée à des facteurs endogènes de l’embryon (Dormance embryonnaire). Pendant ce stade, la croissance est impossible même si les conditions sont favorables.

 

2. La dormance morphologique, ne relève pas d’un blocage, mais concerne des embryons immatures nécessitant un important laps de temps avant la maturation (Gingko biloba).

 

3. La dormance morphophysiologique est une combinaison d’un développement incomplet de l’embryon et d’une forte inhibition physiologique de la croissance due à des facteurs endogènes (Cercis canadensis).

 

4. La dormance physique est liée aux téguments ou à la composition des tissus entourant la graine ou le fruit qui sont imperméables à l’eau et/ou à l’oxygène (résistance mécanique), ou présentant des inhibiteurs (inhibition corrélative) (Crataegus).

 

5. Dormance combinée 1 et 4 (Tilia americana).

 

 

 

 

Deux aspects de la dormance physiologique peuvent également être distingués :

 

1.1. La dormance primaire initiée par l’ABA endogène produit par l’embryon au cours de la maturation (Hilhorst, 1995; Kucera et al., 2005), et levée par des facteurs physiques (stratification par le froid ou le chaud, lumière…), et par l’action endogène ou exogène de gibbérellines et autres hormones, les buténolides (Krock et al., 2002), et l’oxyde nitrique (Bailly et al., 2004; Bethke et al., 2006).

 

1.2. La dormance secondaire, intervient lorsque les conditions nécessaires à la perte de la dormance primaire ou à l’induction de la germination ne sont pas remplies. Il s’agit d’une dormance induite par les conditions du milieu : températures trop basses, manque d’eau, une semence enfouie trop profondément qui ne capte pas assez de lumière, une teneur trop faible en O2 et CO2…. Elle est levée lorsque les conditions du milieu deviennent favorables, mais peut être induite à nouveau (Finch-Savage and Leubner-Metzger, 2006).

 

 

 

Aillant une bonne définition de la dormance, je peux alors choisir lesquelles m'intéressent. Ici, je cherche donc une conservation à long terme de mes graines. Les dormances les plus adéquates sont donc la dormance physiologique (1 et plus précisément la 1.2.) et la dormance physique (2). Pour réaliser cela, je n'ai plus qu'à appliquer la définition, il me faut donc appliquer des paramètres telle que " les conditions du milieu : températures basses, manque d’eau, une semence enfouie trop profondément qui ne capte pas assez de lumière, une teneur trop faible en O2 et CO2…. "



Pour cela rien de bien compliqué, une boite hermétique à la lumière, une hygrométrie faible (mais pas nul car la graine est vivante, juste au ralenti) pour cela un petit tube plastique fera l'affaire en conservant une hygro stable (faible car mis en tube à température ambiante), ce tube me permettra également d'avoir un taux d'O2 et de CO2 stable, et des faibles température, un frigo à 4°C fera l'affaire.

 

Pour la dormance physique, celle appliqué par la graine à elle même, celle-ci n'est pas gérable car dépendant de la graine, mais en évitant les variations de température, le métabolisme de la graine sera assez ralenti pour ne pas se remettre en marche. Pour cela une boite isotherme fait parfaitement l'affaire.

 

 

Place aux photo explicatives:

 

La boite hermétique

 

 

L'intérieur avec rack de rangement à tube

 

 

Les fameux tube, type Eppendorff

 

Le tout à placé au Frigo à 4°C,

 

Et voila, vous pouvez conserver vos graines plusieurs années sans perdre en qualité et en taux de germination.

 

 

Mais voila c'est bien beau d'endormir les petite graines

 

 



Mais, il faut ensuite pouvoir les réveiller, pour cela rien de bien dur, il suffit de sortir la graine à l'air libre et de la mettre dans un tiroir 2-3 jours, et ensuite procéder à une germination classique. C'est la théorie, malheureusement en pratique, on ne peux pas se permettre d'avoir un doute, car une fois mise à germer, si la graine ne prend pas elle est morte.

 

Afin de mettre toute les chances de nos cotés, grâce à la définition de la dormance, je me rend compte qu'il y a deux facteurs important, l'ABA l'hormone qui induit la dormance, et les facteurs du milieu. Je vais donc chercher à détruire l'ABA et avoir des paramètres optimaux. Rien de plus simple, l'eau oxygéné fait très bien le travail.

 

Prendre de l'eau oxygéné de pharmacie à 10 volumes (1 volume d'H2O2 pour 9 d'eau), en mettre 20ml dans un litre d'eau, et utiliser cette solution pour imbiber un coton et mettre la graine dedans.

 

Refermer ensuite le récipient avec du papier aluminium (étanche à la lumière) et placé les graines à 21°c avec 80% d'hygrométrie.

 

Qu'est ce que la germination ?

 

La germination est la reprise du développement et du métabolisme – absorption d'eau (imbibition), respiration, activité enzymatique, etc. – d'un embryon de spermatophyte, jusqu'à ce qu'il devienne une plante adulte. Cette germination étant naturellement inhibée tant que la graine est dans le fruit, et souvent durant un certain temps (selon un cycle saisonnier ou plus long); des corps chimiques produits par la plante et accumulés dans le fruit et ou la graine sont des hormones végétales inhibant la germination (ex : acide abscissique). Avec le déclin de cette substance, la germination peut commencer. La germination peut aussi être bloquée par des substances émises par les racines de la plante-mère ou d'autres plantes (arbres notamment). Quand ces derniers meurent, les graines peuvent alors germer.

 

Pour lever la dormance, des réactions chimiques doivent se produire. Humidité, température et/ou luminosité déterminées agissent sur la production des hormones végétales, et donc sur la durée de dormance.

 

 

Quelques photo de la graine après son réveil, et les structures associées.

 

 

Voici le micropyle, il s'agit de la structure attachant la graine (ancien ovaire) à la plante, et ou passe les faisceaux conducteur servant à alimenter la graine. Cette structure est également importante pour la germination, en effet les téguments (coquille de la graine) sont imperméable à l'eau, le micropyle sert alors à l'hydratation des graines avant la reprise du métabolisme, premier événement de la germination.

 

Astuce : Pour obtenir une hydratation plus homogène et chronologiquement adéquate, je gratte le micropyle afin d'élargir son entré, et permettre ainsi à l'eau de mieux rentrer.

 

Cette structure est appelé la point, elle est prévu pour s'enfoncer dans le sol lors de la chute de la graine. Juste derrière se trouvent les cotylédons. La graine de cannabis à une germination inversé, c'est à dire que la radicule (petite racine primaire) fait un 180° en sortant, car naturellement la pointe de la graine s'enfonce dans le sol, la racine doit alors se retourner car en sortant elle point vers le ciel.

 

Astuce : Limier doucement la pointe, cela permet une hydratation rapide des cotylédons, et permet également un influx d'air dans la graine, se qui accélère son développement, et permet une bonne oxygénation de la racine qui sera alors plus rapide à s'enfoncer dans le sol.

 

 

Ici on peux apercevoir une structure appelé fente de sortie. En effet c'est la jonction des carpelles de l'ovaire, qui donnent alors le tégument externe de la graine, cette jonction est donc de plus faible résistance que l'ensemble du tégument. Ainsi lorsque la graine s'hydrate et gonfle, c'est à cet endroit que la graine casse son enveloppe.

 

 

Ici nous observons le reste du Raphé, qui correspond au faisceau conducteur primaire de la graine, qui dégénéré une fois la graine à maturité pour donné son aspect sclérifié à la graine (les taches plus ou moins foncé et le quadrillage).

Astuce : Le raphé et ses dérivé sont un très bon indicateur de la qualité de la graine, une graine bien ornementé signifie une graine bien alimenter durant son développement, et qui à donc toute les réserves nécessaire pour un bon développement et une bonne vigueur.

 

Ici la graine est donc sorite depuis 3 jours à température ambiante et dans le noir, j'en profite alors pour la désinfecter.

 

Techniques de désinfection :

 

-Lavage de 3 minutes dans de l'eau de javel 12%

-Lavage de 3x1 minutes à l'eau clair (en changeant l'eau à chauqe fois)

-lavage de 5 minute à l'eau claire.

 

Suite à quoi, elle est trempé dans de l'eau pH 7 de faible osmolarité pendant 24H (la période d'imbibition de la graine de cannabis étant de 18H, on est sur qu'elle à atteint son hydratation maximal), attention à ne pas dépasser les 24H car la graine est vivante et respire, elle risque donc de se noyer. Suite à cela la graine est placé dans une enceinte stérile à 21°c et 80% d'hygro pendant deux à 3 jours

 

La stérilisation permet de s'affranchir de tout les pathogène des graines, champi, bactéries et autres virus. Sa augmente significativement la prise et la vigueur de la jeune plantule.

 

En image

 

 

 

 

 

 

 

 

 

A bientôt pour la suite.

 

Cordialement....

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

Ps: Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discution

la discussion c'est ICI

 

Le reste au prochain épisode

Modifié décembre 11, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Pour vous faire patienter en attendant la MAJ#2 part 2/2,

 

Voici un autre petit documentaire sur les plantes et leurs forces.

 

https://www.youtube.com/watch?v=bzgD6lMVnhw

 

Planez bien devant la beauté de la nature.

 

 

 

Cordialement...

 

 

 

Ps: Un sondage est disponible dans la discutions afin de rendre se JDC participatif, notamment au niveau des documentaires, je vous invite donc à donner votre avis.

 

ICI

Modifié décembre 10, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

la discussion c'est ICI

 

 

 

Maj#2 part2/2

 

 

Sujet: Comment vont les PM, leur entretient et leur devenir

Où en est la petite graine

Où en sont les jeunes boutres,

L'espace de floraison et la préparation du substrat

Les engrais, types, programme, explications

Bonus

 

-Comment vont les PM, leur entretient, leur devenir

Voici en image l'évolution des PM depuis le prélèvement des boutures .

 

 

Cerise

Le 1/12/11

 

 

Le 17/12/11

 

 

 

Bloom Mastic

Le 1/12/11

 

 

 

Le 17/12/11

 

 

 

Cheese quake

Le 1/12/11

 

 

Le 17/12/11

 

 

Sour Diesel

Le 1/12/11

 

 

Le 17/12/11

 

 

 

Super Silver Haze

Le 1/12/11

 

 

 

Le 17/12/11

 

 

 

-Et bien sur la photo de groupe avec le code du concours

 

 

 

 

Commentaire: Comme on peut le constater, la carence en azote induite deux semaines avant la prise des boutures se voit donc très bien deux semaines après. on observe les feuilles du bas devenir jaune et tombante, les pointes des feuilles nécrosé, et se déplacement des vieilles feuilles vers les jeunes feuilles de bas en haut.

 

Rien d'inquiétant, cela était prévisible et prévu. A partir du 17//12/11, je vais commencer à engraisser de nouveau mes PM, sachant que ceux là n'ont pas besoin de fournir de boutures avant un moi et demi, et encore seulement 6 bouture par plant.

 

-Du coup, la première chose est un engraissage foliaire en azote. J'utilise du nitrate de calcium, car l'azote est sous forme minérale donc directement assimilable et que le calcium est un messager secondaire chez les végétaux, ce qui va permettre une assimilation accru. J'utilise une solution à 3gr/L tamponné à pH 6.4 et j'arrose en sous foliaire durant la période de jours, deux pulvérisations seront nécessaire (le 17 et le 24).

 

-Ensuite, une fois que les jeunes feuilles prendront leurs teintes vertes foncé, je coupe tout les feuilles du bas qui ont jaunit, et les pointes des vieilles feuilles. ET, je reprend un programme d'engraissage classique pour PM NPK 10.8.6. (à partir du 17)

 

-Une fois l'engraissage ayant porté ses fruits (nouvelles poussent secondaire), je vais procéder à un roots triming, afin de débarrasser les PM de toutes les racines emmêlés, vieilles et non fonctionnelles.(le 24)

 

 

Deux autres problèmes sont apparu, le premier étant un sous arrosage d'environ 1 journée, pas trop sévère mais suffisant pour tuer 2 ou 3 feuilles par pied. Le problème venant du faite que je ne peux passer voir les fifilles qu'une fois par semaine, j'en ai déduit qu'il maquait environ 200 ml par plante pour finir la semaine correctement. Afin de résoudre ce problème, j'ai donc muni mes pots de coupelles d'une contenance de 250ml. Le second problème est plus d'ordre technique, les petites étiquettes portant le nom des plantes n'ont pas résisté, je l'ai est donc remplacé par des petites pancartes.

 

 

-Ou en est la petite graine

 

 

La graine à donc subit une levé de dormance, elle était conservé à 4°c dans une boite hermétique, elle à été transféré à 20°C dans le noir pendant 3 jours. Elle à ensuite été mise en germination dans une solution d'eau oxygéné pendant 3 jours, avant d'être planté.

 

 

La germination à été express, en 3 jours le germe est sortie et c'est orienté (par les statholites, cf le documentaire sur la perception de l'environnement par les plantes). Le germe semble très sain et peu donc être planté.

 

-Ou en sont les boutures

 

Le 1/12/11

 

 

 

Le 10/12/11

 

 

Le 17/12/11

 

Commentaire: La première semaine fut délicate, en effet sur la cinquantaine de boutures réalisées, une dizaine ont moisis, la réaction de ma part fut de surélever le couvercle de la serre afin de faire circuler de l'air et abaisser l’hygrométrie. La réaction des plantes ne s'est pas faite attendre, car en 17 jours de belles racines se sont développé. 36 boutures ont donc été placé dans l'espace de floraison sous photopériode de 16H, afin de stimuler leur prise dans le nouveau substrat.

 

Les boutures restantes un peu lente à sortir, reste dans l'espace Pm pour e moment au cas ou certaines boutures ne prendraient pas.

 

On passe donc de ça :

 

 

à ça :

 

 

 

-L'espace de floraison et la préparation du substrat/color]

Le substrat est préparé une semaine avant la mise des boutures, ici il à été préparé le 10/12/11. J'ai utilisé un substrat de type light mix, que j'ai engraissé avec un engrais NK 10-10, et de la roche volcanique. J'y rajoute ensuite environ 1gr/L de racine de conifère mycorhizée. l'ensemble reste ensuite placé au noir pendant une semaine à 24°c, afin de permettre au mycélium de se développer. La carence en P induit chez le champignons le besoin de mycorhiser une plante, en réponse à un signal hormonale venant de la plante (les hormones en jeu sont les stigolactones

 

 

Suite à cela les boutures sont transplanté. ET de suite une solution de strigolactone est vaporisé sur le substrat, ce qui envoie un signal aux champignons et force donc la mycorhisation.

 

La mycorhisation étant des fois un peu trop agressive, je garde quelques boutures en réserves si jamais certaines sont tuées.



 

L'espace de floraison est également optimisé au niveau de l'éclairage, durant la reprise des boutures et le stretch, le spectre sera donné par une ampoule Ceramique Métal Halide

 

 

Tout l'ensemble étant optimisé autant que possible

 

Voila ce que ça donne

 

 



Information sur les strigolactones:

 

Ici

Et ici, attention c'est du lourd

Et sur la mycorhisation

Et ici voir page 7

 

 

 



Les engrais, types, programme, explications

 

Voici donc le programme :

 

Le pH étant toujours vérifié pour être à 6.4 et le cas échéant réajusté. L'EC dépend de la demande la plante mais tourne toujours entre 1.2 et 1.8, mesure du drain et correction en conséquence.

Tous les engrais sont de type minérale sa évite les problèmes, les composé organique pour la microfaune/flore provient donc essentiellement de la plante elle même.

 

Engrais PM: Type MR1 de chez Metrop, un complexe NPK minérale 10/10/10



Engrais Bouture : Engrais minérale type MR1 mais sans le N, docn NPK 1/10/10

 

Engrais de stretch "Inductor" : Inducteur de floraison, composé à base de souffre minérale et d’acides aminées rares, permettant de communiquer un message de condition optimal pour la floraison. La plante y réagit en brusquant le départ en floraison afin de profiter de ce substrat. Cela permet de gagner 1 à 2 semaines de floraison, avec un départ plus fort au niveau quantité.

 

 

Engrais de floraison "Exo Bloom": cet engrais contient en plus des éléments inducteurs de la floraison un NPK parfaitement dosé pour toute la floraison (NPK évolutif au cours du temps de part leur forme, on passe de 8/8/8 à 6/12/14 puis à 4/16/20 et enfin on redescend à 8/6/6). De même, les sur engraissages fatal ou ralentissant la floraison, surtout au niveau P et K, ne peuvent pas se produire. En effet le dosage des différents minéraux et molécules organiques est prévu pour empêcher la plante de capter un surplus de ces éléments mais permettre l'absorption de l'azote et des différentes autres substances présentes.

 

Additif AA et vitamines "Crystal": Complément en Acides aminées et en vitamines ( Le wobble). Permet d'apporter à votre plante des compléments alimentaires sous formes de 18 vitamines et 22 acides aminées.

1 ml pour 70 litre de solution, une fois par semaine (100 ml max par plante)

Il s'utilise du début à la fin et permet d'avoir toujours un stock de cofacteurs enzymatiques, de vitamines et d'acides aminées pour pallier au manque et surtout pour ne pas limiter l'augmentation de taille se produisant par à coup (généralement ce type de pousse est limiter par le manque de ces éléments).

 

Stimuateur de flo "Exo Max":Booster de floraison, augmente la taille et la densité des Buds, avec un effet plus prolongé, et surtout un effet d’augmentation de gout, uniquement après séchage.il contient des vitamines, des acides aminés, de la chitine, du chitosan, du carbone minéral, des humates et fulvates (en trace), et du PK 2-4 sous forme assimilable mais très lentement(composé chimique complexe non assimilable se dégradant en composé organique simple et assimilable).

 

Permet de fournir les éléments nécessaires à l'épaississement des banches et du tronc. Composé de fortes doses de calcium, le message induit se répand rapidement dans toute la plante jusqu'aux sommités. Il en résulte une croissance homogène et linéaire de l'ensemble de la plante, qui n'est plus assujetti par les dominances apicale. Permet de choisir ses apex principaux, en les lançant à une hauteur supérieure aux autres. Dans le cas des dominantes sativa la croissance risque d'être exponentielle, soyez prudent.

Il permet une forte vigueur au plant contre les agressions mécaniques et bactériennes. Surtout employé chez les plantes mères pour une forte production de bouture due aux messagers secondaires sous forme de Ca2+.

 

Il contient 6.5% d'acides aminés libres, il contient 22 acides aminées différents (tous en forme L) et ce dans le but de permettre à la plante d'effectuer le Wobble , ce qui lui permet d'économiser de l'énergie et de contrôler plus précisément les réactions de la plante. Ce mécanisme de contrôle plus fin permet une meilleur absorption ainsi qu'une meilleure distribution aux organes, tout en stimulant la production des phytohormones (dont celle de la floraison).

 

Équilibré avec des phyto-stimulants naturels. Il permet à la plante de croire qu'elle produit moins de terpènes et de trichomes qu'elle ne le devrait, ce qui la force à en produire en continu, il lui apporte en plus les éléments pour leurs fabrications. Mécanisme de leurre métabolique.

Il est également conçu pour prévenir un large spectre de maladie cryptogamique comme l'oïdium, l'erwiniose, la tavelure, ascaridiose, acariose, l'excoriose et l'erwinose. En préventif comme en actif.

Sa composition à base de souffre permet également d'éloigner un petit nombre d'insecte piqueur en préventif uniquement.

Ps: Ne contient pas de méthanethiol, ou en trace inférieur a 1%

 

Bonus

 

Pour Kador : Bouturage d'une feuille

 

Tout d'abord choisir un feuille en pleine santé, pas encore arrivé à maturité (encore en croissance), et de préférence le plus près de l'apex possible (histoire hormonale).

 

 

Couper la feuille le plus près possible du bourgeon

 

 

Ensuite, comme pour une bouture classique, la mettre dans un bloc de LDR aux mêmes conditions que des boutures.

 

Pour le moment rien de compliqué, le reste se fera au fur et à mesure.

 

 

Pour Bibi :La micropropagation et le croisement somatique

 

Précisons que cette partie ne fait pas partie intégrante du JDC car réalisé avant le 1/12/11

 

Alors, on va faire simple, sans trop rentrer dans les détails.

 

Pour commencer il faut prendre deux morceau de tige de tes deux plantes à croiser, et en faire des protoplastes grâce à un kit vendu dans le commerce, en gros sa digère les paroi et laisse les cellules séparé en suspension dans un tube rempli de matière nutritive.

 

 

Une fois les deux solution de protoplaste obtenu, il faut réaliser la fusion, là encore grâce à un kit, un agent chimique et un courant électrique vont forcer les cellules à fusionner entièrement ou en partie.

 

On passe de ça:

 

à ça:

 

 

Ensuite, je choisis les cellules qui m'intéresse, ici celle qui n'ont absorber que les mitochondries et les plastes, et le minimum de gène venant du noyaux. ( le croisement est fait)

 

Une fois séléctionné je commence la micropropagation.

 

La première étape consiste de passer d'une cellule à un amas de cellules (Cal):

 

 

Puis à mettre un cocktail hormonale pour faire émerger une tige :

 

 

 

Après on la grow tranquillement en tube :

 

 

 

Petit résumé:

 

 

 

Ensuite, une fois assez grande et avec un système racinaire sain (comme une bouture en gros), on la transplante en pot et on fait très attention à elle.

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discutions

 

la discussion c'est ICI

 

Modifié décembre 18, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Re,

 

Bon ba d'après le sondage, apparement vous aimez les documentaires sur les plantes et la physique alors aujourd'hui deux pour le prix d'un.

 

Votez de nouveau !!!

 

 

La fore caché des plantes 2

 

https://www.youtube.com/watch?v=4OxDCztLuDw

 

 



Le mystère de l'horloge

 

 

 

 

 

Cordialement...

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

la discussion c'est ICI

 

 

MAJ#3

 

 

 

 

Sujet : Petit tour d'horizon tranquille pour Noël

 

 

L'espace floraison

 

 

Bon comme vous pouvez le voir, les petites ont bien prises en une semaine, du coup elle vont passer en floraison dès demain.

 

Malheureusement la mycorhization à été un peu brutale pour quatre d'entre elle.

 

 

 

 

Du coup, je l'ai directement remplacé par les boutures restantes

 

 

et voila ce que sa donne :

 

 

 

Bon comme ont peux le voir, la CMH à fait on effet, je la laisse pour la première semaine de flo et je switch sur la HPS 250w.

 

Sinon pour la prévention des maladies cryptogamique et des bestioles, j'ai vaporiser n sous foliaire, une solution biologique de pyrèthre, nicotine, savon, silice, ainsi qu'un mix d'éliciteurs et vitamine C pour enclencher la S.A.R tout en gardant les stomates ouverts. Et dans la terre un mix silice, et enzymes chitinase pour tuer toutes les insectes présents.

 

Je pense qu'elles sont bien préparées, par contre le Crystal provoque bien quelques taches ressemblant aux spider. J'ai fais le test avec une bouture, en comptant les taches d'une feuille avant et 3 heures après. Du coup, il va falloir que je diminue le dosage.

 

Les PM

 

 

 

 

Les Pm se portent bien, l'optimisation de la soucoupe à très bien fonctionné. L'optimisation me semble donc complète, il ne reste plus qu'a s'occuper des PM.

 

Ils se sont bien remis de leur carence en azote, l’engraissage racine suivit de vaporisation au nitrate de calcium on très rapidement réglé le problème.

 

La semaine prochaine, roots triming, rempotage et taille sévère.

 

Les boutures

 

Niveau bouture, il n'en reste que 5 qui sont passé dans l'espace floraison, du coup c'est la dernière MAJ comportant les boutures. Par la suite suite la bouture de feuilles sera présenté

.

 

Rien de spéciale à dire, les boutures c'est fini, et la feuille continue son cycle. pour le moment pas encore de racine à l'horizon. Si elles ne se décident pas à sortir j'utiliserais alors de l'auxine, mais j’attends encore deux semaines car avec une feuille les racines sont plus longues à sortir.

 

 

 

 

 

 

Pour les souci de liens sur les strigolactones, je l'ai est actualisés et mis dans la discutions.

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

Ps: Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discution[/b][/i]

la discussion c'est ICI

 

Modifié décembre 24, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Bonjour à tous,

 

Voici les petit documentaires pour patientez jusqu'à la semaine prochaine:

 

 

Pour la partie plante : Les plantes les plus étranges en accéléré

 

https://www.dailymotion.com/video/x60zp4_les-plantes-les-plus-etranges-filme_travel

 

Pour la partie plante : Si les abeilles disparaissaient

https://www.youtube.com/watch?v=RpSNeU5UXoM

 

Pour la partie physique : Ce qu'Einstein ne savait pas encore

 

 

https://www.youtube.com/watch?v=sKVuY-TC1YQ

 

 

 

Cordialement...

Modifié décembre 24, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

la discussion c'est ICI

 

 

MAJ#4

 

Bon, après une Maj rapide la semaine dernière, je vais faire un peu plus détaillé cette semaine.

 

 

Cependant, je me rend bien compte que les techniques proposées jusqu'ici sont un peu trop complexe pour le grower moyen. Je pense qu'elles permettent d'éveiller la curiosité de chacun, et d'ouvrir l'esprit des growers sur toute la compléxité et les optimisations possible du monde végétale.

 

Je vais donc essayer de cibler des manipulations plus facile et surtout apportant un véritable progrès sous forme d'optimisation.

 

A ce stade nous avons donc vu pour la partie technique de Martien croisé avec un accélérateur de particules: la micropropagation, le création de protoplaste et le croisement somatique.

 

Pour la partie dirons nous grand public, nous avons la technique de bouturage, à laquelle va donc maintenant se rajouter le bouturage de feuille et la création d'un PM multivariétés.

 

En espérant que cette MAJ vous inspire un peu plus que les autres.

 

 

Sujet :

 

- La bouture de feuille : Où en est-elle, et manipulation techniques.

 

- La floraison : Changement d'engraissage, changement de spectre, changement de stade et manipulations techniques

 

- Les PM : Roots triming, pallissage, réalisation d'un PM multivariétés

 

 

C'est un programme chargé et assez divérsifié, je vais tenter de faire simple et conçis. Si il reste des questions, je vous invite à aller les poser dans la discussion.

 

 

- Le bouturage de feuille : Ou en est-elle, et manipulation technique

 

Le 10/12/11

 

 

 

Le 30/12/11

 

Bon, comme on peux le voir, 20 jours après il n'y a toujours pas de racines. Cependant, on commence à remarqer de petite bourssouflure blanche sur le bas du pétiole (tige de la feuille), signe que les bourgeons (ici des méristèmes) racinaires se mettent en place. On peux donc commencer la seconde partie qui conciste à faire émmerger un bourgeon.

 

Pour cela, il faut entailler le bas du pétiole sur environ 0.5cm en faisant bien attention de passer par la nervure principale (le creux présent sur la face ventrale du pétiole, bien au centre).

 

 

 

 

Une fois cette entaille effectuée, il faut y déposer, ainsi que sur le substrat, quelques gouttes de notre solution de régénération.

 

La solution de régénération est constituée d'auxine et de cytokinine, à une concentration précise, déduite du diagramme suivant:

 

 

Pour cela, on commande de l'auxine

ici (ou on utilise de l'hormone de bouturage, et on récupère de la cytokinine dans du jus de coco frais.

 

Ensuite on prépare la solution, 1ml de jus de coco frais, et de quoi avoir 0.3 mg/L d'auxine (selon la concentration du produit d'origine).

 

 

La semaine prochaine, si tout ce passe bien, nous devrions avoir un joli petit bourgeon tout frippé se former sur l'une des face du pétiole tranché. A ce moment, on repassera à la stimulation racinaire, car selon le diagramme pour le moment il y trop de cytokinine et pas assez d'auxine. Du coup, il faudra rincer et appliquer de l'hormone de bouturage.

 

Nous verrons bien comment cela évolu d'ici la semaine prochaine et on avisera le cas échéant.

 

 

 

 

- La floraison : Changement d'engraissage, changement de spectre, changement de stade et manipulations techniques

 

 

 

Pour la floraison, plusieurs changemenst majeurs.

 

Tout d'abord au niveau de l'engraissage, en effet "l'Inductor" est un engrais de pré floraison, il limite le stretch et accélère la déclaration sexuelle et la mise à fleur.

 

La déclaration sexuelle et la mise à fleur ont bien commencé, et il me semble que le stretch c'est calmé. Du coup, je n'utiliserais l'inductor qu'une semaine au lieu de deux (j'estime à ce stade avoir gagné une semaine de floraiosn).

 

Viens ensuite le switch de spectre, en effet, je vais remplacer la CMH 250w au spectre bleu (idéale pour faire de la feuille et pas trop de tige pendant le stretch), par une HPS 250 w, qui de part son spectre rouge va stimuler la mise à fruit, et densifier les fleurs (le rouge est à éviter pendant le stretch car il provoque le tigeage).

 

Pour rappel :

 

 

 

Voila ou elles en sont :

 

 

 

 

Elles ont vraiment bien prises, bonne taille, bonne surface foliaire, bonne épaisseur du tronc et des tiges.

 

Il en reste toujours 4 qui ont du mal, elles ont été déplacées juste sous la HPS, deux d'entres elles semblent avoir repris vigueur, je déciderais la semaine prochaine du sort des deux autres.

 

 

 

Et voila ce que tout ce beau monde donne sous la HPS :

 

 

 

Au niveau des manipulations, étant donné que je considère le stretch comme arrivant à son terme, j'ai éfféctué la taille des gourmands. Tout les départs de bourgeons en dessous de 3 étages avant les apex secondaire ont été coupés et tout les apexs principaux ont été pincés. Toutes les petites feuilles du bas, ainsi que les feuilles chlorosées ont été enlevées.

 

 

 

 

- Les PM : Roots triming, pallissage, réalisation d'un PM multivariétés

 

Bon aller, on passe du coté des PM. Ici, je dirais que la carence en azote est du passé, toutes les nouvelles feuilles sont bien vertes, les anciènnes ont totalement chlorosées, seules quelques rares feuilles ont encore des traces.

 

Mais du coup, je me suis dis que vu le traitement qu'elles ont subit, et leur âge , je me suis dis que coté racien sa ne devais pas être terrible. J'ai alors décidé de rempoté, voila alors ce que je vois.

 



 

 

 

 

Des racines maronnasses et pas du tout duveteuses

 



 

Du coup, roots triming sévère pour tout le monde.

 



 

Aller on attaque la mote et on coupe sur tous les cotés et dessous.

 

 

 

Ensuite on rempote dans du terraeau bien frais, plein de mycorhyzes et de micro faune, et surtout bien engraissé.

 

 

 

Après, bon, je me suis dis que parti comme ça il méritais bien un petit pallissage

 

 



 

La Bloom Mastic

 

 

 

 

La Cerise

 

 

 

Ma petite chouchoute

 

La Sour Diesel

 

 

 

La Super Silver Haze

 

 

 

La Cheese Quake

 

 

 

 

Et ensemble dans la Box

 

 

 

Arrivé à ce stade, je me suis dis que sa commence à faire beaucoup de pied, mais comment faire pour diminuer.

 

Et tient, pourquoi pas des greffes. L'idée est simple greffé toutes mes variétées sur un seul PM.

 

Ne vous inquiétez pas, je vais la faire courte

 

Je vais procéder étape par étape dans les différentes MAJ. Le premier point est d'abord de partir de pieds en pleine santé, sa tombe bien je viens de les préparer.

 

Ensuite la première étape est de trouver du materiel adéquate et de l'alcool pour stiriliser. Il nous faut donc du raphia (le scotch marche aussi), un baume cicatrisant (en vente en jardiberie), ciseuax, scalpel (ou lame de cutter)...

 

 

 

La seconde étape est de trouver un bon porte greffe, c'est à dire un pied robuste avec un bon système racianire et si possible résistant, mais également capable d'accepter la greffe, tous ne le font pas. Normalement dans la même espèce aucun souci, mais ici les croisements somatique ne sont pas tout à fait identique aux autres, et je ne sais pas ce que cela va donner, ou même si des individus polyploïdes venant des breeder ne sont pas présent.

 

Je décide donc de tester sur La Cheese Quake, La Cerise, et la Super Silver Haze.

 

On repère l'endroit ou faire la fente, de préférence près d'un bourgeon axillaire et surtout toujours dans du bois (car ce sont les cambiums, le bois, qui se soudent et pas les épidermes).

 

 

 

 

Ensuite on prélève le greffons comme une bouture, et on le taille en biseau.

 

 

 

 

Et on l'insert

 

 

 

On colmante avec la baume et on met du raphia, serré mais pas trop non plus

 

 

 

 

 

J'ai donc mis sur la Cheese Quake, de la Cerise, de la Super Silver Haze et de la Mastic Bloom, après quelques heures elle font un peu la gueulle alors hop dans une bouturette.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Voila, pour le moment je ne suis pas super optimiste, on verra la semaine prochaine, mais au pire je testerais d'autres greffes.

 

 

 

 

 

 

- Petit Bonus : Ma petite trouvail

 

Un ventilo de gaine intéligent (180m3/H), qui se déclanche et s'arrète selon la température et l'hygromètrie. Je peux leurs dire merci, car étant absent toute la semaine mon climat est le paramètre limitant, et grâce à eux plus de souci.

 

Voila la bête et comment le régler.

 

 

 

 

Présence d'un filtre pour grosses particules

 

 

 

 

Réglage simple, suffit de tourner une vis vers + ou -

 

 

 

 

Voila, c'est finit pour aujourd'hui

 

 

 

Cordialement....

 

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

Ps: Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discution[/b][/i][/center]

la discussion c'est ICI

 

Modifié décembre 31, 2011 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

 

Pour patientez jusqu'a la semaine prochaine, voici quelques documentaires.

 

Ils sont un peu physique mais également philosophique, et quelques peu futuriste, voir de science fiction.

 

https://www.dailymotion.com/video/xmfeg3_1-3-plus-rapide-que-la-lumiere_tech

 

 

https://www.dailymotion.com/video/xmaf9t_l-equation-du-tout_tech

 

https://www.dailymotion.com/video/xm5m9f_existe-t-il-un-6eme-sens_tech

 

 

Voilà

 

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

 

la discussion c'est ICI

 

 

MAJ#5 : Le professeur Exo

 

Sujet :

-L’espace floraison, UV et FarRed : Evolution sur 2 semaines

-L’espace PM, les greffes, et la bouture de feuilles : Evolution sur 2 semaines

-Bonus : Les cours du professeur Exo

 

 

Bonjour à tous, tout d'abord désolé de ne pas avoir Majé la semaine dernière, mais j'ai vraiment été pas mal occupé. Du coup, aujourd'hui deux Maj au lieu d'une et évolution sur deux semaines.

 

L'espace floraison, UV et FarRed ; Évolution sur deux semaines

 

Pour commencer en beauté, la photo anti triche :



Le 05/01/2012



 

 



Et maintenant le petit comparatif sur deux semaines :



C+7 F+19

 

 

 

 

 



Un petit zoom sur les fleurs :



 

 

 

 



 

Et maintenant le comparatif :

 

C+7 F+25

 

 

 

 

 

 

 

Bon, comme vous pouvez le voir, pour des fleurs à 19J de flo, elles sont plutôt bien développées. Je pense que la combinaison CMH et Inudctor ma fait gagner deux bonnes semaines, peux être même un peu plus. Le stretch est fini, la phase d'induction et de préfloraison sont passées, et la phase floraison en est à son deuxième stade, la multiplication des calices (Normalement à 3 semaines).

 

Sinon, les quatre dernières boutures se sont enfin décidées à se réveiller et rattrapent doucement les autres. Donc, j'ai à ce jour, et je pense jusqu’à la fin, 5 variétés et 6 boutures de chaque, ainsi que 6 boutures prisent en doubles aveugles, soit 36 pieds pour 1 mètre carré.

 

Les boutures en doubles aveugles vont me servir à identifier des caractères reconnaissables de chaque variété afin de pouvoir en faire une description précise et les cataloguer. Vous pourrez également y participer, je tenterais de vous les décrire au mieux.

 

Pour le moment j'ai identifier quelques petites différences. Ainsi La SSH, la SD et la Cheese Quake ont un stretch plus important que la Cerise et la Mastic Bloom.

 

La cheese quake et la Mastic Bloom font beaucoup de ramification comparé à la SSH la SD et la Cerise.

 

La Mastic Bloom et la Cerise ont déjà une odeur très prononcé, respectivement d'essence/citron et de Cerise. Alors que la SSH et la Cheese quake n'ont pas encore d'odeur et que la SD dégage tout juste.

 

Au niveau de l'induction florale, La Cheese Quake et la Mastic Bloom commencent plutôt fort avec beaucoup de bourgeon, dont l'apicale et les deux dernier axillaires très dense. La SSH, la Cerise et la SD ont, pour le moment des têtes moins développé et moins denses.

 

Arrivé à ce stade, le setup va donc s'enrichir de deux néons UV-B 18 W et d'une FarRed 75W :

 

 

 

 

 

On arrive donc à 36 pieds pour 1 mètre carré avec 360 w dont 250w PAR.

 

 

 

L’espace PM, les greffes, et la bouture de feuilles : Evolution sur 2 semaines

Bon pour commencer, la mauvaise nouvelle, n'étant pas présent pendant la semaine les greffes ont séché sur pieds. La technique de greffe en fente ne semble donc pas appropriée au vu de mon planing. Je vais donc retenter l'expérience mais à l'aide de la technique de greffe par approche, permettant au greffons, le temps de prendre, d'être alimenter par la plante mère.



Les PM :

 

 

 

 

La bouture de feuilles :[/size]

 

Bon de ce coté sa pète la forme, nous avions donc vu la semaine dernière comment induire la formation du bourgeon, j'ai donc cette semaine stimulé à l'auxine pour obtenir des racines, et voila ce que sa donne:

 

 

 

 

 

 

Je la laisse encore prendre un peu racine pour bien vous montrer, mais par la suite je n'aurais pas le temps, la place et l'envie de trop m'en occuper. Je préfère avancer dans mes autres points comme le greffage.

 

 

 

 

Bonus : Les cours du professeur Exo

 

Bon par rapport aux questions de la discussion, et les MP, je me suis dis que faire quelques petits cours serait pas mal.

 

Voici donc un cours sur les phytohormones, et des connaissances misent à jour. Suivit d'un cours sur les paramètres optimaux de culture du cannabis, paramètres que j'essaie d'appliquer au mieux.





Les Hormones



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Le reste dans le prochain post, j'ai atteint le seuil maximal sur ce post

 

 

 

Utilisation du triacontanol à la place du GA3 pour obtenir une floraiosn plus importante

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



Paramètres optimaux de culture du cannabis

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

la discussion c'est ICI[/center]

 

Modifié janvier 15, 2012 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Les Hormones suite :

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Voili voilou,

 

A tout de suite pour les documentaires.

 

Cordialement...

[Invité exo-plank#0]

 

Pour patientez jusqu'a la semaine prochaine, voici quelques documentaires.

 

Le premier sur la course au zero absolu

 

https://www.dailymotion.com/video/xdni1f_physique-la-conquete-du-froid-absol_tech#rel-page-1

https://www.dailymotion.com/video/xdni1g_physique-la-conquete-du-froid-absol_tech#rel-page-2

https://www.dailymotion.com/video/xdni1j_physique-la-conquete-du-froid-absol_tech#rel-page-3

https://www.dailymotion.com/video/xdni1k_physique-la-conquete-du-froid-absol_tech#rel-page-4

https://www.dailymotion.com/video/xdni1m_physique-la-conquete-du-froid-absol_tech#rel-page-4

 

 

Trou noir la menace

 

Voilà

 

Modifié janvier 15, 2012 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

 

 

 

la discussion c'est ICI

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

 

MAJ#6 : Continuons sur cette lancé

 

 

 

 

 

Sujet :

 

-La bouture de feuille : Suite et fin

 

-Les PM : Greffe, et évolution future

 

-La floraison : Miam sa devient appétissant

 

-Bonus : Les publication interdites en France sur les effets du cannabis sur la santé

 

 

 

 

 

Bonjour à tous

 



 

Bon alors, nous sommes à un tournant important. Comme vous aller le découvrir, certains tests arrivent à leur fin, d'autres ne donnerons des résultats qu'a la fin de la floraison, et d'autres son uniquement en croissance. Il est donc temps de faire le ménage et de préparer de nouvelles possibilités.

 

Je vous laisse les découvrir.

 



 

Bonn lecture.

 

 

 

La bouture de feuille : Suite et Fin

Bon alors la petite bouture c'est plutôt bien développé, de bonne racines solides, bien blanche et duveteuses. Un bourgeon qui débourre enfin et se développe tranquillement. Seule ombre au tableau, le collet, partie faisant la jonction entre les racines et la tige, cette partie est encore faible, les cellules du pétiols ne sont pas encore remplacé par des cellules du suber et du liber donnant le bois, il s'ensuit que cette bouture est très fragile et risque de casser.

 

Il est donc important de la manipuler avec précaution lors du rempotage, ceci durant encore une bonne semaine avant la mise en place d'un réel collet.

 

Sans plus attendre, voici les photo :

 

 



De jolies racines bien grandes et bien saines.

 

 



Un bourgeon qui débourre et reprend un croissance presque normal

 

 



Zone du collet pas encore vraiment développé. Une fois qu'il aura perdu sa couleur verte pour tirer sur le blanc/jaune, ainsi qu'un épaississement recouvert de départ de racine, alors là le collet sera réellement formé.

 

 

 

 

Je considère donc cette expérience comme un succès, la bouture de feuille est donc une réalité non négligeable et réalisable par tous avec un peu d'effort.

 

Malheureusement pour des soucis de place, de temps, et de timing de floraison, je ne continuerais pas plus loin ce test.

 

Mais ce n'est pas grave d'autres le remplacerons.

 

 

 

 

-Les PM : Greffe, et évolution future

 

 

 

En voila une surprise agréable

finalement, toutes les greffes ne sont pas mortes. Une à bien prise, il s'agit d'un greffons de Cerise sur un Porte Greffe Cheese Quake. Il semble donc que la greffe en fente puisse être réalisé chez le canna, mais que son taux de réussite soit assez bas 1/10.

 

 

 

 

 

 

 

 

On voit assez nettement les vestiges de la soudure, une sorte de gros boursouflement. Le greffon commence tout juste à repartir en croissance.

 

Pour la suite je pense donc procéder à une greffe par approche. C'est à dire que le greffons reste en partie attaché au pied mère, et que l'autre partie est fiché dans le porte greffe jusqu’à cicatrisation avant coupe définitive de greffons et du pied mère.

 

En attendant voyons comment se prote ce petit monde :

 

La Bloom Mastic



 

 

La Cerise

 

 



La Cheese Quake

 

 



La Sour Diesel

 

 

 

La Super Silver Haze



 

 



Et la photo de groupe

 

 



 

A part une légère décoloration des feuilles du à un excès de Crystal, les nouvelles poussent se porte bien. J'ai réalisé une pulvérisation de Nitrate de calcium en sous foliaire pH 6.4 pour fortifier les tronc et les préparer à la greffe par approche.

 

L'apport en nutriment est également revue à la hausse, et chaque nutrition est complété par du Triaconanol 25 ppm



Fiche produit :

 



Product Name:1-Triacontanol



Synonyms: Melissyl alcohol; 1-Hydroxytriacontane; Triacon-10



Molecular Formula: C30H62O



Molecular Weight: 438.82



CAS Registry Number: ?593-50-0

 

EINECS: 209-794-5

 

Specifications:

 

1-Triacontanol(C30) 90%Min GC

 

Appearance White powder

 

Sieve Analysis 100% pass 80mesh

 

Melting Point 85-87℃

 

Solubility Insoluble in water,

 

Soluble in hot

 

hydrocarbon, alcohol and chloroform.

 

Loss on Drying 0.5% Max

 

Residue on Ignition 0.1% Max

 

Heavy Metals (Pb) 10ppm Max

 

Arsenic (As2O3) 1.5ppm Max

 

Pesticide Negative

 

Application:

 

In 1977 the first observations of Triacontanols growth enhancing effects were published in the USA by Dr. S.K. Ries in Michigan State University. After this, research has been made all over the world, with the most important results of latter years coming from USA and Japan. Triacontanol is a linear saturated fatty alcohol as plant growth stimulator found in the plant cuticle waxes, which is healthy and safe for human and animal use. Its efficiency is proved for high yield in the case of number of field crops like rice, wheat, tomatoes, maize, lettuce, cucumber, potatoes, cauliflower, etc. The best results have been extremely impressive and have given over 100% increases in yields. For a long time it was unknown what caused the growth-improving effect of triacontanol. The latest researches suggest that triacontanol directly activates the genes that control photosynthesis. These genes in turn activate the enzymes controlling the chemistry of photosynthesis.

 

 

 

 

-La floraison : Miam sa deviens appétissant

 

 

C+7 F+26

 

Photo de groupe

 

 

 

La Sour Diesel

 

 

 

La Cerise

 

 

 

 

La Bloom Mastic

 

 

 

 

La Super Silver Haze

 

 

 

La Cheese Quake

 

 

 

Petit rappel sur les conditions de culture :

 

Le spectre UV

 

Un autre stress auquel les plantes sont soumises provient de leur exposition quotidienne au soleil. Bien que nécessaire pour maintenir la photosynthèse, la lumière naturelle contient des rayonnements ultraviolets biologiquement destructeurs. Cette pression sélective a apparemment affecté l'évolution de certaines défenses, parmi eux, un criblage chimique fonctionnellement analogue à la pigmentation de la peau humaine. Une enquête préliminaire (Pate 1983) a indiqué que, dans les zones de forte exposition rayonnement ultraviolet, les propriétés d'absorption des rayons UV-B (280-315 nm) par le THC peut avoir conféré un avantage évolutif pour le Cannabis, capable d'une plus grande production de ce composé à partir des précurseurs biogénétique CBD. La mesure dans laquelle cette production est influencée par un stress induit d’UV-B environnemental a été déterminée expérimentalement par Lydon et al. (1987). Leurs expériences montrent que dans des conditions d'exposition forte aux UV-B, le cannabis produit des quantités significativement plus élevées de THC. Ils ont également démontré l'instabilité chimique du CBD lors de l'exposition aux UV-B (Lydon et Teramura 1987), contrairement à la stabilité du THC et du CBC. Toutefois, les études de Brenneisen (1984) n’ont montré qu'une différence mineure en absorption UV-B entre le THC et le CBD, tandis que les propriétés d'absorption du CBC se révélèrent beaucoup plus grande. Peut-être la relation entre les cannabinoïdes et UV-B n'est pas aussi simple que supposée de prime abord. Deux autres explications doivent désormais être prises en considération. Même si le CBD absorbe autant que le THC, dans des domaines de rayonnement UV-B ambiant élevé, le CBD peut être plus rapidement dégradé. Cela pourrait entraîner une baisse de la disponibilité du CBD présent ou faire de ce composé le moins énergiquement efficace a produire pour la plante. De plus, la plus grande capacité d'absorption UV-B du CBC par rapport au THC et la stabilité relative du CBC par rapport au CBD pourrait désigner cette substance comme un écran de protection. La présence de grandes quantités de THC devrait alors être expliquée comme un simple stock accumulé à la fin des réactions enzymatiques de formation de cannabinoïdes. Toutefois, des travaux supplémentaires sont nécessaires pour résoudre le fait que les expériences de Lydon (1985) ne montrent pas une augmentation de la production de CBC proportionnelle à l'augmentation à l’exposition aux UV-B.

 

Cette hypothèse de pigmentation au CBC impliquerait l'élaboration d'une alternative à la voie biochimique acceptée du CBG au THC par l'intermédiaire du CBD. Jusqu'en 1973 (Turner et Hadley, 1973), la séparation du CBD et du CBC par chromatographie en phase gazeuse a été difficile à accomplir, et les nombreux pics identifiés comme du CBD dans la littérature précédente aurait pu être du CBC. En effet, il a été noté (de Faubert Maunder 1970) et corroboré par GC / MS (Turner et Hadley, 1973) que certaines souches tropicales de cannabis ne contiennent pas de CBD du tout, mais ont du THC en abondance. Ce phénomène n'a pas été observé pour les variétés de Cannabis tempérées du nord. L’absence de CBD a conduit certains auteurs (de Faubert Maunder 1970, Turner et Hadley 1973) à spéculer qu'une autre voie biogénétique menant au THC est impliquée. Des faits épars à travers la littérature indiquent effectivement une alternative possible. Holley et al. (1975) ont montré que les plantes cultivées du Mississippi ont une teneur considérable de CBC, souvent plus que de CBD. Dans certains exemples, ou le CBD ou le CBC était absent, mais en aucun cas il n’y avait de plantes dépourvues des deux. L’analyse de cultures au Mexique et au Costa Rica a servi à accentuer cette tendance. Un seul exemple cultivé dans ces pays respectifs a révélé l’absence de CBD bien que des quantités appréciables de CBC aient été trouvées. L'inverse semble également vrai. Des semences du Mexique dépourvues de CBD ont été plantées dans le Mississippi et ont produit des plantes contenant du CBD.

 

Le CBC pourrait-il être impliqué dans des réactions biogénétiques alternatives menant au THC? Yagen et Mechoulam (1969) ont synthétisé du THC (quoique avec un faible rendement) directement à partir du CBC. La méthode utilisée est similaire à la cyclisation de CBD en THC par catalyse acide (Gaoni et Mechoulam 1966). Les sous-produits de réaction comprennent : cannabicyclol, delta-8-THC et Delta-4 ,8-iso-THC, produits qui ont été trouvés dans des analyses de cannabis (par exemple, Novotny et al. 1976). Enfin, les études de suivi des radio-isotopes (Shoyama et al. 1975) ont découvert le fait intrigant que le CBG radiomarqué alimentant une souche de cannabis très faible productrice de THC se retrouve dans le CBD, mais alimentant une souche de cannabis forte productrice de THC elle n’apparait seulement que comme CBC et THC. Du CBD marqué alimentant une plante mexicaine fortement productrice de THC est apparu en tant que THC. Malheureusement, les plantes n’ont pas été nourries de CBC radiomarqué, selon la conviction que le CBC n’intervient dans les réactions chimiques que jusqu’au CBD et pas ensuite. Leurs recherches ont indiqué que l’incorporation du CBG marqué dans le CBD ou le CBC dépendait de l’age. Vogelman et al. (1988) signalent également que le stade de développement des jeunes plants, ainsi que leur exposition à la lumière, affecte l'apparition du CBG, du CBC ou du THC dans le cannabis mexicain. Aucune trace de CBD n’a été signalée.

L’hygrométrie basse :

 

Dessèchement

 

Le THC est une huile visqueuse hydrophobe (Garrett et Hunt 1974) qui résiste à la cristallisation (Gaoni et Mechoulam 1971) et est de faible volatilité (Adams et al. 1941). Comme les résines collantes produites et dégagées sur la surface de la plante sont des combinaisons variables de THC, d'autres cannabinoïdes et de terpènes, elles peuvent être considérées comme analogues aux revêtements cireux des cactus et autres plantes succulentes qui servent de barrière à la perte d’eau dans des environnements secs.

 

Bouquet (1950) a mentionné que les zones de culture de Cannabis de la partie occidentale et montagneuse du Liban sont moins favorables pour la production de résine en raison des vents marins humides. De Faubert Maunder (1976) a également observé que la résine nécessaire à la production du haschich n’est produite que «dans une ceinture passant de l'est du Maroc, suivant la région méditerranéenne, l'Arabie et le sous-continent indien et se terminant dans l'Indo-Chine". Ce sont surtout des zones remarquables pour leurs précipitations éparses, une faible humidité et un climat ensoleillé. Est-ce simplement une coïncidence que la résine y soit produite ?

 

Les preuves expérimentales qui renforcent cette corrélation s'accumulent. Sharma (1975) a rapporté une plus grande densité de trichomes glandulaires sur les feuilles de cannabis dans des circonstances de culture xériques. Paris et al. (1975a) ont démontré une nette augmentation de la teneur en cannabinoïdes du pollen de cannabis lorsque l’humidité diminue. Murari et al. (1983) ont mis en place des cultures de cannabis dans trois zones climatiques de l'Italie et a relevé des niveaux de THC plus importants dans les plantes cultivées dans le climat dit "continental" (par opposition à «maritime»), le plus sec. Hakim al. (1986) rapportent que les souches de cannabis anglais riche en CBD et pauvre en THC produisent des quantités importantes de THC et peu de CBD lorsqu'elles sont cultivées au Soudan. Cette tendance a été accentuée chez la génération suivante de plantes.

 

Haney et Kutscheid (1973) ont montré des corrélations significatives entre la teneur en cannabinoïdes de la plante et les facteurs influant sur l'humidité du sol : teneur en argile ou en sable, pente du terrain, concurrence de la végétation environnante. Dans certains cas, ce dernier facteur a induit une plante rabougrie avec des «racines disproportionnellement petites », qui auraient tendance à augmenter à la fois la fréquence et la gravité du stress de dessèchement.

 

Dans une étude concernant 10 emplacements au Kansas, Latta et Eaton (1975) ont constaté de grandes différences dans la teneur en cannabinoïdes de la plante, en observant que « delta-9-THC était compris entre 0,012 à 0,49% et augmentait généralement à des endroits devenus moins favorables à la croissance des plantes, ce qui suggère qu’un stress augmenté de la plante renforce la production de delta-9-THC». Il a également été fait mention d'une corrélation positive entre la végétation concurrente et la teneur en THC. Bien que la zone d'échantillonnage n’ait pas été considérée comme très faible en humidité, ils ont émis l'hypothèse qu’ « une plus grande différence entre les lieux aurait pu être observée dans des conditions de sécheresse ».

 

Température

 

La température peut jouer un rôle dans la teneur en cannabinoïdes, mais peut-être seulement par association avec l'humidité disponible. Boucher et al. (1974) ont signalé une augmentation de la teneur en cannabinoïdes avec la température (32o C. vs 22o C.). Cependant, certaines variables (telles que l’augmentation de la perte d'eau en raison de l'évaporation accélérée et de la transpiration des plantes à des températures élevées) ont été laissées de coté. En revanche, Bazzaz et al. (1975), utilisant 4 écotypes de cannabis de caractères tropicaux et tempérés, ont démontré une diminution de la production de cannabinoïdes avec l’augmentation de la température (32o C. vs 23o C). D'autres études de Braut-Boucher (1980) sur des clones de 2 souches d'Afrique du Sud ont révélé un modèle plus complexe de la biosynthèse selon la souche, le sexe et les homologues chimiques produits. De toute évidence, une étude plus approfondie de ce paramètre est nécessaire.

 

 

Il s'agit clairement ici d'optimisation, les UV stimulent l'apparition de nouveaux trichomes, alors que la température et le dessèchement remplissent ces nouveaux trichomes de différents cannabinoïdes. Cela nous permet en intérieur d'approcher la qualité gustative, olfactive et récréative de plant Out.

 

 

Ici pour le moment, je peux dire que le spectre UV n'a pas d'effet négatif, et j'ai également le sentiment et l'impression d'avoir plus de trichome que d'habitude à ce stade de maturation.

 

Au niveau du spectre FarRed, qui est sensé accélérer la maturation (environ 2 semaines) et augmenter le rendement (5 à 10%), ce que je peux dire c'est que les plantes semblent avancé sur le timing de floraison mais ceci se verra surtout sur le décompte final, ainsi que sur l'analyse de la maturité des trichomes.

 

 

 

 

Bonus : Les publication interdites en France sur les effets du cannabis sur la santé

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

Ps: Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discution[/b][/i]

 

la discussion c'est ICI

 

[Invité exo-plank#0]

 

Pour patientez jusqu'a la semaine prochaine, voici quelques documentaires.

 

Silence les plantes !

 

 

L'univers de Stephen Hawking: voyage à travers le temps



 

 

Voilà

 

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

 

 

 

la discussion c'est ICI

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

 

Bonjour à tous,

 



 

Tous d'abord désolé de ce petit retard. Mais comme vous le verrez, la quantité de photo étant importante, sa ma pris du temps.

 

Aujourd'hui, grosse Maj photo de l'espace de floraison pour admirer toutes ces petites.

 



 

Bonn lecture.

 

MAJ#7 : Grosse Maj photo

 

 

 

 

 

Sujet :

 

-Les PM : Une petite coupe?

 

-Floraison : Plante par variétés

 

-Bonus : Petit jeu surprise

 

 

 

Les PM : Une petite coupe?

Sa fait un petit moment maintenant que je laisse les PM se développer. Comme vous aller le voir, ils commençaient à devenir trop grand, et le but de cette pousse était de leur faire produire du bois, car c'est dans la zone contenant le bois que se font les ligatures pour les greffes. Les PM avancent donc doucement vers une nouvelle tentative de greffage.

 

La Bloom Mastic

 

 

 

Et la fructification des mycohrizes

 

 

 

 

La Cerise

 

 

 

Et après pallissage et petite coupe

 

 

 



La Cheese Quake

 

 



Après pallissage, sans coupe car il s'agit du porte greffe

 

 

 

La Sour Diesel

 

 

 

Après taille et pallisage, elle commençait a tiger sévère, la raison en est inconnue mais c'est bien la génétique que semble être en cause. En attente de confirmation.

 

 

 



La super Silver Haze

 

 



Après taille et pallisage

 

 

 

 

 

Pour le moment, l'engraissage reste inchangé, NPK 9.6.5 pour avoir une bonne croissance végétative, une pulvérisation foliaire de vitamines et d'acide aminé par semaine pour permettre à la plante d'exploiter son énergie au maximum par rapport à la puissance lumineuse, et une pulvérisation de calcium une fois toute les deux semaines pour renforcer les tige et activer le métabolisme. Les paramètre climatique, eux, reste régler à 18°c la nuit, 24-28°c le jour, 70% Hygro la nuit et 60-80% le jour.

 

-Floraison : Plante par variétés

Alors, on attaque le vif du sujet. Je vais donc vous présenter les 36 plantes une à une par variété. Mais il n'y a que 5 variétés et 6*5=30 pas 36?

 

Effectivement vous aller découvrir ces 6 dernières plantes en détail.

 

Aller c'est parttiiiiiii

 

 

 

Les Bloom Mastic

 

 

 

 

 

 

 

 

Une petite vue d'une Bud

 

 



Et le groupe ensemble

 

 

 



Dans l'ensemble elle se porte plutôt bien, bien trapues et chargées comme je les aime. Bon, il y en quand même une qui est plus que chétive, sans doute trop recouverte par les autres, elles fait parties des quatre qui avaient du mal à prendre dès le départ.

 

 

Les Cerise

 

 

 

 

 

 

 

 

Et le groupe

 

 



La également, elles sont plutôt bien développée, pas trop grandes, même si une reste également assez chétive. Mais dans l'ensemble, je suis plutôt satisfait, pour le moment, de mes petit cross perso.

 

 

Les Cheese Quake

 

 

 

 

 

 

 

 

Et le groupe

 

 

 



La encore, hormis une, les autres sont plutôt bien développés et trapues comme il faut.



 

Les Sour Diesel

 

 

 

 

 

 

 

 

Et le groupe



 



Comme vous pouvez le constater, j'ai quelques soucis avec les SD. Il semble y avoir une carence en azote, et en phosphore. Sans compter qu'elles ont pas mal tigées, plus que ce que j'attendais avec la CMH et l'Inductor. Elles ont également de petites tête mais bien dense quand même.

 

 

Les Super Silver Haze

 

 

 

 

 

 

 

 

Et le groupe

 

 

 

Ici, dans l'ensemble, les plantes sont également bien développé. mais la surprise à été de trouver des petites tâche ressemblant étrangement à des marques de Trhips. Pour le moment je ne les aient pas encore trouver. Affaire à suivre.

 



Et la box pleine à craquer

 

 

 

 

 

 

Bonus : Petit jeu surprise

Voici donc le petit jeu. 6 plantes inconnues se sont glissées dans la box floraison, il va falloir m'aider à les reconnaitre.

 

Ici, le but est de voir si certaines caractéristiques phénotypique des variétés sont reconnaissable.

 

Afin de ne pas fausser le test, je ne connais pas non plus leur identité, il s'agit d'un test en double aveugle dont le résultat ne sera donné qu' à la fin.

 

I 1

 

 

 

I 2

 

 

 

I 3

 

 

 

I 4

 

 

 

I 5

 

 

 

I 6

 

 

 



A vous de jouer.



 

Et à la semaine prochaine.

 

 

Cordialement...

 

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

Ps: Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discution[/b][/i]

 

la discussion c'est ICI

 

Modifié février 1, 2012 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Bonjour à tous,

 



 

Bon, après cette grosse MAj photo il va falloir se détendre un peu. Pour cela je vous propose deux petits documentaires, que j'ai trouvé très intéressant.





L'extinction de l'homme

 

 



Dieu a t-il créé l'univers

 

 

 

La légalisation du cannabis est-elle évitable

 

 

 

Voili voilou

 

A bientôt

[Invité exo-plank#0]

Concours 2011-2012

 

JDC#1 : Crazy Chemist At Work

 

 

 

 

la discussion c'est ICI

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

 

Bonjour à tous,

 



 

Cette petite MAJ surtout pour le code photo que j'avais totalement zappé. La petite nouveauté, l'espace floraison entame sa sénescence, finit l'engraissage, mais pour le moment pas de rinçage. Le rinçage est lui prévu pour dans une semaine, le temps de laisser à la plante le soin de se gaver encore quelques peu, sa fera plus de sucre dans les buds.

 



 

Bonn lecture.

 

MAJ#8 : Petite MAJ code photo

 

 

 

 

 

Sujet :

 

-Oupssss le code

 

-Photo rapides des PM

 

-Floraison : La box qui rentre en sénescence

 

 

 

-Oupsss, le code

 

 

 

 

 

Bon voila une bonne chose de faite...

 

 

-Photo rapides des PM

 

 

 

Comme vous pouvez le voir, sa commence à devenir la forêt la dessous. Je sens que la furieuse envie de tailler tout ça va bientôt me titiller

 

Il va falloir également que je diminue l'engraissage, sa grandit trop et trop vite, du coup on passe à 1 arrosage d'engrais toute les deux semaines, NPK 4.2.2. Je grade le fort taux d'azote, car il est nécessaire à la bonne prise des greffes. Terminé également les additifs vitamines et autres acides aminés, juste du calcium une fois par semaine.

 

-Floraison : La box qui rentre en sénescence

 

 

Aller on commence avec une vue générale de l'espace

 

 

 

Puis quelques photo aux hasards des rencontres dans la box, allant du pistil le plus oxydé au plus frais, mais toujours garnie de trichomes bien gonflés comme on les aiment. Signe de l'action des UV? Je ne sais pas, nous le verrons plus tard.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Rien de bien croustillant dans cette MAJ, mais la suite arrive bientôt....

 

Une petite surprise marrante et esthétique, et peut être plus....

 

 

Cordialement...

 

 

MERCI DE NE PAS POSTER,

 

Ps: Nhésiter pas a venir discuter sur mon sujet discution[/b][/i]

 

la discussion c'est ICI

 

 

Modifié février 9, 2012 par exo-plank#0

[Invité exo-plank#0]

Bonjour à tous,

 



 

Bon, après cette semaine un peu molle , voici un petit documentaire sur le temps et sa perception. Suivit d'un portant sur la modification de l'espace et du temps par l'observation.





Les frontières du temps

 

https://www.youtube.com/watch?v=wNzV_GNfCfg

 



L'experience des fentes de Young



 

https://www.youtube.com/watch?v=A7BeqP9Ha_0&feature=fvsr

 

 

 

Ps : la MAJ 10 Arrive, elle est en cours et sera en ligne normalement dans la journée. Elle portera sur la sénescence et le cut.

Voili voilou

 

A bientôt